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生命体生长发育高度依赖能量的供应，同时保持一定的内稳态。植物如何在不同的能量条件下保持发育的内稳态一直是生物学家的兴趣点之一。Target of Rapamycin (TOR，雷帕霉素靶标蛋白)是真核生物细胞内保守的Ser/Thr蛋白激酶，在整合营养信号、能量信号、激素、生长因子及环境信号调控生物体的发育中起到关键的中心作用(Brunkard et al., Dev. Cell,2020.)。已有研究表明，拟南芥暗形态建成到光形态建成过程中，光合作用产生的糖可以通过葡萄糖-TOR信号途径来激活近端的根尖分生组织从而启动根系的发育(Xiong et al., Nature, 2013; Li et al., PNAS, 2017; Fu et al., Nature, 2021)。然而这个过程中，远端根尖分生组织包括静止中心（QC）和小柱干细胞（CSC）以及小柱细胞（CC）维持发育的内稳态来保证正常的根尖结构及向重力性，但是其分子机制还不清楚。

目前系统的研究已经解析了根尖分生组织维持过程中WUS-RELATED HOMEOBOX5(WOX5)介导的转录因子及植物激素的分子调控网络机制(Drisch and Stahl, Frontiers in Plant Science, 2015)，其中生长素和转录因子PLETHORA1/2/3/4 (PLT1/2/3/4)通过形成浓度梯度在根尖干细胞和分生组织特性维持、细胞伸长和分化上起到关键作用(Aida et al., .Cell, 2004; Blilou et al., Nature, 2005; Xu et al., Science, 2006; Galinha et al., Nature, 2007; Smith et al., Nature, 2010; Yamada et al., Nature, 2020)。已有研究表明生长素和PLTs浓度梯度的形成和维持是相互作用又部分依赖的(Blilou et al., 2005. Nature; Grieneisen et al., Nature, 2007; Mähönen et al., Nature, 2014)，而具体的形成机制及其在根尖内稳态的维持中的作用还不清楚。

2022年7月11日，河北师范大学刘西岗教授团队和河北农业大学董金皋教授团队在Nature Plants在线发表题为 “TOP1α Fine-tunes TOR-PLT2 to Maintain Root Tip Homeostasis in Response to Sugars”的研究论文，报道了在暗光形态建成转换过程中，拟南芥DNA拓扑异构酶TOP1α通过精细调控TOR-PLT2模块维持根尖发育内稳态的分子调控网络机制。

图.1 TOP1a抑制TOR表达维持根尖稳态（Zhang et al., 2022）

研究人员首先发现top1α突变体在蔗糖培养基上具有根向重力性缺陷的表型，而在暗中培养的无糖培养基上没有类似表型（图1a, d）。细胞学研究表明，在蔗糖培养基上突变体的QC细胞分裂增加，CSC提早分化， CC分裂异常同时伴随过量的造粉体的合成（图1b），表明其在蔗糖条件下根尖发育的内稳态被破坏。进一步的分子机制研究表明，光合作用的产物或者外施蔗糖均可显著激活TOP1α的表达（图1e）。在top1α突变体中，TOR的表达特异性的在根尖区域去抑制（图1g）。TOR特异性抑制剂AZD8055处理可以完全恢复top1α突变体根尖发育异常表型（图1b）。调控网络解析表明，在远端根分生组织维持中，适度的葡萄糖-TOR信号系统调控QC细胞的分裂从而维持CSC的特性（图2a-c）；在CC发育中TOR特异性的和PLT2而不是PLT1互做，从而磷酸化PLT2 第12位丝氨酸，使其避免被26S蛋白酶体降解。进而PLT2可以直接激活细胞分裂和淀粉合成酶的表达来调控CC的发育及向重力性（图2g, h）。这样TOR通过磷酸化PLT2 维持了PLT2在根尖中的浓度梯度（图2d-f），同时由于TOR可以磷酸化并稳定生长素转运蛋白PIN2 (Yuan et al., PNAS, 2020)来维持生长素的梯度，因此TOR是在根尖分生组织中维持生长素及PLT2浓度梯度的关键因子。研究结果也同时解析了一条不依赖于WOX5维持根尖分生组织的调控网络。

图2. TOR调控根尖细胞分裂及PLT2蛋白积累（Zhang et al., 2022）

与此同时，TOP1α编码真核细胞中保守的DNA拓扑异构酶，参与了DNA复制，转录，染色质重塑和DNA损伤修复等。长期以来，TOP1α是抗肿瘤的药物靶标，通过抑制其DNA解旋酶活性导致细胞死亡。而最近的研究表明糖代谢在维持肿瘤细胞的微环境（tumor microenvironment；其作用类似于干细胞龛）进而调控调节T细胞（regulatory T cells）来抑制效应T细胞（effector T cells）上具有重要作用 (Watson et al., Nature, 2021; Zappasodi et al., Nature, 2021)。本研究中同时发现在CPT（TOP1α的抑制剂）处理的人非小细胞肺癌细胞系中mTOR的表达也得到去抑制，伴随着细胞周期基因的过表达和加速的细胞死亡。这样，研究结果发现了一个动植物干细胞维持在响应能量供应上的保守机制，为抗肿瘤研究提供新思路，同时也为研究抗肿瘤药物的肿瘤细胞特异性药效提供新线索。

该研究由河北师范大学刘西岗教授和河北农业大学董金皋教授团队合作完成，这是团队在揭示TOP1α通过影响核小体组装促进花分生组织分化（Liu et al., Plant Cell, 2014）及通过DNA甲基化和组蛋白H3K9me2修饰调控转录抑制（Dinh et al., PLoS G., 2014）后，阐明TOP1α在根尖分生组织中的功能和机制。河北农业大学生命科学学院博士研究生张昊，河北师范大学生命科学学院郭琳副教授，博士研究生赵丹和中科院农业资源研究中心助研李永鹏博士为该论文的共同第一作者。中科院遗传所汪迎春研究员和高级工程师黄夏禾博士在蛋白质质谱分析中给予大力支持。相关工作得到了国家自然科学基金委，河北省创新研究群体及高端人才引进计划的支持。

刘西岗教授课题组长期从事植物分生组织维持及分化的分子机制研究。陆续揭示了AG和多梳复合体及TOP1a调控花分生组织活性终止及植物发育的表观遗传学调控机制（Liu et al., Plant Cell, 2011; Liu et al., Plant Cell, 2014; Dinh et al., PLoS G., 2014; Cao et al., Plant Physiology, 2015; Guo et al., Plant Journal, 2018）；解析FHY3介导光信号调控不同类型分生组织活性的机制（Li et al., PNAS）；系统研究了生长素反应因子ARF3调控分生组织活性的分子网络（Liu et al., Plant Journal, 2014; Zhang et al., Plant Cell, 2018; Zhang et al., Plant Physiology, 2022）；明确了小麦TaFZP调控穗发育的功能和机制（Li et al., Plant Biotech. J., 2021）；克隆并解析了调控谷子叶型的关键基因及作用机制（Zhao et al., PNAS, 2020）。课题组利用拟南芥和小麦为研究材料，研究植物分生组织维持和器官发生发育及作物高产稳产机制，现招聘1-2名博士后，欢迎对植物发育生物学感兴趣者联系。

参考文献：

Aida, M., Beis, D., Heidstra, R., Willemsen, V., Blilou, I., Galinha, C., Nussaume, L., Noh, Y.S., Amasino, R., and Scheres, B. (2004). The PLETHORA genes mediate patterning of the Arabidopsis root stem cell niche. Cell 119, 109-120.

Blilou, I., Xu, J., Wildwater, M., Willemsen, V., Paponov, I., Friml, J., Heidstra, R., Aida, M., Palme, K., and Scheres, B. (2005). The PIN auxin efflux facilitator network controls growth and patterning in Arabidopsis roots. Nature 433, 39-44.

Brunkard, J.O. (2020). Exaptive Evolution of Target of Rapamycin Signaling in Multicellular Eukaryotes. Dev Cell 54, 142-155.

Dinh TT, Gao L, Liu X, Li D, Li S, Zhao Y, O'Leary M, Le B, Schmitz RJ, Manavella PA, Li S, Weigel D, Pontes O, Ecker JR, Chen X (2014) DNA topoisomerase 1alpha promotes transcriptional silencing of transposable elements through DNA methylation and histone lysine 9 dimethylation in Arabidopsis. PLoS genetics 10 (7):e1004446. doi:10.1371/journal.pgen.1004446

Drisch, R.C., and Stahl, Y. (2015). Function and regulation of transcription factors involved in root apical meristem and stem cell maintenance. Frontiers in plant science 6, 505.

Fu, L., Liu, Y., Qin, G., Wu, P., Zi, H., Xu, Z., Zhao, X., Wang, Y., Li, Y., Yang, S., et al. (2021). The TOR-EIN2 axis mediates nuclear signalling to modulate plant growth. Nature 591, 288-292.

Galinha, C., Hofhuis, H., Luijten, M., Willemsen, V., Blilou, I., Heidstra, R., and Scheres, B. (2007). PLETHORA proteins as dose-dependent master regulators of Arabidopsis root development. Nature 449, 1053-1057.

Grieneisen, V.A., Xu, J., Marée, A.F., Hogeweg, P., and Scheres, B. (2007). Auxin transport is sufficient to generate a maximum and gradient guiding root growth. Nature 449, 1008-1013.

Li, X., Cai, W., Liu, Y., Li, H., Fu, L., Liu, Z., Xu, L., Liu, H., Xu, T., and Xiong, Y. (2017). Differential TOR activation and cell proliferation in Arabidopsis root and shoot apexes. Proc Natl Acad Sci U S A 114, 2765-2770.

Liu X, Gao L, Dinh TT, Shi T, Li D, Wang R, Guo L, Xiao L, Chen X (2014) DNA topoisomerase I affects polycomb group protein-mediated epigenetic regulation and plant development by altering nucleosome distribution in Arabidopsis. Plant Cell 26 (7):2803-2817. doi:10.1105/tpc.114.124941

Mähönen, A.P., Ten Tusscher, K., Siligato, R., Smetana, O., Díaz-Triviño, S., Salojärvi, J., Wachsman, G., Prasad, K., Heidstra, R., and Scheres, B. (2014). PLETHORA gradient formation mechanism separates auxin responses. Nature 515, 125-129.

Smith, Z.R., and Long, J.A. (2010). Control of Arabidopsis apical-basal embryo polarity by antagonistic transcription factors. Nature 464, 423-426.

Watson, M.J., Vignali, P.D.A., Mullett, S.J., Overacre-Delgoffe, A.E., Peralta, R.M., Grebinoski, S., Menk, A.V., Rittenhouse, N.L., DePeaux, K., Whetstone, R.D., et al. (2021). Metabolic support of tumour-infiltrating regulatory T cells by lactic acid. Nature 591, 645-651.

Xiong, Y., McCormack, M., Li, L., Hall, Q., Xiang, C., and Sheen, J. (2013). Glucose-TOR signalling reprograms the transcriptome and activates meristems. Nature 496, 181-186.

Xu, J., Hofhuis, H., Heidstra, R., Sauer, M., Friml, J., and Scheres, B. (2006). A molecular framework for plant regeneration. Science (New York, NY) 311, 385-388.

Yamada, M., Han, X., and Benfey, P.N. (2020). RGF1 controls root meristem size through ROS signalling. Nature 577, 85-88.

Yuan, X., Xu, P., Yu, Y., and Xiong, Y. (2020). Glucose-TOR signaling regulates PIN2 stability to orchestrate auxin gradient and cell expansion in Arabidopsis root. Proc Natl Acad Sci U S A 117, 32223-32225.

Zappasodi, R., Serganova, I., Cohen, I.J., Maeda, M., Shindo, M., Senbabaoglu, Y., Watson, M.J., Leftin, A., Maniyar, R., Verma, S., et al. (2021). CTLA-4 blockade drives loss of T(reg) stability in glycolysis-low tumours. Nature 591, 652-658.

https://www.nature.com/articles/s41477-022-01179-x