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白蛋白君：

“人血白蛋白在心脏围术期的作用远不止于液体复苏以及纠正围术期低白蛋白血症，今天白蛋白君和大家一起聊聊人血白蛋白是如何通过保护糖萼，改善微循环功能的。”

心脏手术会引起微循环灌注受损

微循环主要由直径<100μm的微动脉毛细血管及微静脉组成，其生理功能是将机体所需营养物质及氧气输送至组织，同时能在病理生理状态下发挥免疫作用，是极为重要但易被忽视的新陈代谢及物质交换的场所，其稳态具有重要意义[1]。构成微循环脉管系统的主要细胞类型包括血管内皮细胞、平滑肌细胞及成纤维细胞，以及血液中红细胞、白细胞和血小板等成分等[1]，其中血管内皮表面衬有一层以蛋白聚糖、糖蛋白和多种血浆蛋白共同组成的凝胶状物质，即为糖萼层。糖萼层结合容纳了各种大分子物质，如血浆蛋白成分、趋化因子、多种受体、生长因子、多种酶类、细胞黏附分子等，这些都保证了微循环血管内皮结构和功能完整性，并且在血管舒-缩、凝血-抗凝、炎症反应-抗炎反应和组织氧化-抗氧化等平衡调节中发挥作用[2]。

有研究显示，与心脏手术和体外循环（extracorporeal circulation or cardiopulmonary bypass，CPB）有关的内皮细胞糖萼层受损会导致血管的通透性增加，微循环灌注恶化，从而导致终末器官并发症的发生[3]。

人血白蛋白保护糖萼，改善微循环

CPB下心脏瓣膜手术常因全身炎症反应和内皮细胞功能障碍引起毛细血管密度急剧下降，导致微循环障碍[4]和微循环灌注受损[5]，进而影响患者术后恢复。人血白蛋白（Human Serum Albumin，HSA）能够有效地保护和改善微循环结构和功能，这主要是因为HSA有助于维持血管内皮细胞糖萼被膜的完整性[6]。

研究发现，HSA对缺血再灌注模型毛细血管表面糖萼的损失具有保护作用[7]，并能减轻失血性休克中糖萼的损伤，促进其恢复[8]，这表明HSA能够有效保护血管内皮细胞。HSA对内皮细胞糖萼的保护作用是通过鞘氨醇-1-磷酸（sphingosine-1-phosphate, S1P）来实现的，S1P由红细胞产生并储存在红细胞的细胞膜中，可通过HSA被提取出来，从而用于细胞信号转导。HSA促进了S1P在水中的溶解度，经过溶解并且未被绑定的S1P是S1P的活性形式，大约500个HSA分子能够提取出1个S1P分子[9-10]。S1P能激活G蛋白耦联的S1P1受体，进一步激活内皮细胞中Rho家族小GTPases Rac1，从而促进了黏附分子的紧密连接，因此S1P能够改善血管屏障，稳定内皮糖萼。同时S1P还能够降低基质金属蛋白酶的活化（金属蛋白酶是内皮细胞被膜降解的重要酶类），从而减轻内皮细胞表面糖萼成分的损失降解[11]。

小结：

HSA是一种多功能蛋白质，其所具有的非胶体功能是其他晶体或胶体液所不具备的。心脏外科围术期应用HSA可以起到很好的稳定糖萼、改善微循环的作用，有着重要的临床价值。

参考文献

[1]Ince C. The microcirculation is the motor of sepsis. Crit Care. 2005;9 Suppl 4(Suppl 4):S13-9. doi: 10.1186/cc3753. Epub 2005 Aug 25. PMID: 16168069; PMCID: PMC3226164.

[2]张轶菡,吴延. 人血清白蛋白在心脏手术中的应用[J]. 国际麻醉学与复苏杂志,2023,44(09)：985-989.DOI:10.3760/cma.j.cn321761-20230210-00887

[3]Dekker NAM, Veerhoek D, Koning NJ, et al. Postoperative microcirculatory perfusion and endothelial glycocalyx shedding following cardiac surgery with cardiopulmonary bypass. Anaesthesia. 2019 May;74(5):609-618. doi: 10.1111/anae.14577. Epub 2019 Jan 27. PMID: 30687934; PMCID: PMC6590376.

[4]Koning NJ, Atasever B, Vonk AB, Boer C. Changes in microcirculatory perfusion and oxygenation during cardiac surgery with or without cardiopulmonary bypass. J Cardiothorac Vasc Anesth. 2014 Oct;28(5):1331-40. doi: 10.1053/j.jvca.2013.04.009. Epub 2013 Sep 12. PMID: 24035060.

[5]Koning NJ, Vonk AB, Vink H, Boer C. Side-by-Side Alterations in Glycocalyx Thickness and Perfused Microvascular Density During Acute Microcirculatory Alterations in Cardiac Surgery. Microcirculation. 2016 Jan;23(1):69-74. doi: 10.1111/micc.12260. PMID: 26638697.

[6]Vincent JL, De Backer D, Wiedermann CJ. Fluid management in sepsis: The potential beneficial effects of albumin[J]. J Crit Care, 2016, 35: 161-167. DOI: 10.1016/j.jcrc.2016.04.019 .

[7]Woodcock TE, Woodcock TM. Revised starling equation and the glycocalyx model of transvascular fluid exchange: an improved paradigm for prescribing intravenous fluid therapy[J]. Br J Anaesth, 2012, 108(3): 384-394. DOI: 10.1093/bja/aer515 .

[8]Kozar RA, Peng Z, Zhang R, et al. Plasma restoration of endothelial glycocalyx in a rodent model of hemorrhagic shock[J]. Anesth Analg, 2011, 112(6): 1289-1295. DOI: 10.1213/ANE.0b013e318210385c.

[9]Bode C, Sensken SC, Peest U, et al. Erythrocytes serve as a reservoir for cellular and extracellular sphingosine 1-phosphate[J]. J Cell Biochem, 2010, 109(6): 1232-1243. DOI: 10.1002/jcb.22507.

[10]Thuy AV, Reimann CM, Hemdan NY, et al. Sphingosine 1-phosphate in blood: function, metabolism, and fate[J]. Cell Physiol Biochem, 2014, 34(1): 158-171. DOI: 10.1159/000362992 .

[11]Zeng Y, Adamson RH, Curry FR, et al. Sphingosine-1-phosphate protects endothelial glycocalyx by inhibiting syndecan-1 shedding[J]. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2014, 306(3): H363-H372. DOI: 10.1152/ajpheart.00687.2013.

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