震惊！蛆虫竟能治疗猫狗复杂伤口？研究揭开惊人真相！|全身麻醉|外伤|敷料|治疗|清创|猫狗|蛆虫

立即预约明日直播：

作者：宠物医师网编委会

点击阅读作者更多临床文献

蛆虫清创疗法（Maggot Debridement Therapy, MDT），又称幼虫疗法，是一种利用无菌培养的医用蛆虫（通常为丝光绿蝇幼虫）清除伤口坏死组织、促进愈合的生物疗法。

摘要

小动物伤口护理是临床常见难题。抗菌素耐药性、生物膜形成、时间限制以及手术或专用敷料的高昂成本，常阻碍伤口及时愈合。蛆虫疗法在人类与马科动物伤口护理中疗效显著，但针对犬猫的应用研究甚少。本研究旨在评估墨西哥某小动物诊疗机构中，蛆虫清创疗法在犬猫伤口处理中的实用性、疗效及安全性。

6只猫与4只犬因常规治疗无效的复杂伤口接受蛆虫清创治疗。治疗时将每平方厘米8-10只幼虫直接置于创面，并以缝合固定于皮肤的无菌聚酯网覆盖。每疗程持续约48小时（24-72小时），若治疗后坏死组织残留超过20%，则重复疗程。

本研究证实蛆虫清创疗法对犬猫复杂伤口的治疗相对安全有效，建议兽医师将其纳入临床治疗方案。未来需开展对照临床试验进一步验证。

关键词：生物疗法；猫；犬；幼虫；蛆虫疗法；伤口

一、引言

伤口护理是小型动物兽医临床中的常见问题。犬猫最常见的伤口包括脓肿、手术部位感染、咬伤和缺血性伤口[1,2]。抗菌药耐药性和生物膜的形成常使伤口愈合复杂化，而手术或特殊敷料的成本和时间限制进一步加剧了伤口护理的难度。蛆虫疗法在解决人类伤口的上述难题中表现出显著优势，其应用也被推广至小型动物领域。

1.1 蛆虫疗法的机制

蛆虫疗法（Maggot Debridement Therapy, MDT）是利用医用级（无菌）丽蝇幼虫通过酶解作用溶解坏死组织，并物理清除坏死组织和碎屑的伤口清创方法。其原理在于，幼虫将消化液分泌到环境中（通常是尸体或坏死伤口），在摄入液化组织前进行“体外消化”。这种体外消化之所以可行，是因为蛆虫分泌物和排泄物中含有多种辅助消化和杀菌的化合物，包括蛋白酶（类胰蛋白酶和类糜蛋白酶丝氨酸蛋白酶、天冬氨酸蛋白酶、金属蛋白酶）、脱氧核糖核酸酶和氨等[4,5]。

物理清创作用：除了化学作用，MDT的物理清创机制同样重要。幼虫体表具环状棘刺和强力的口钩，可刮擦和刺入组织，清除碎屑并协助消化液渗透。

促进愈合的生物学效应：MDT不仅限于清创和杀菌，还可通过刺激成纤维细胞增殖和迁移、促进血管新生[12,13]及提高组织氧合加速伤口愈合。

1.2 临床研究现状

在人类医学中，多项对照研究[15-25]和病例系列报道[26-31]已证实MDT对伤口护理的有效性。动物研究相对较少，其中大型动物[32-35]和实验动物[36-40]的研究规模较大，而小型动物的报道多为个案或小型病例系列[34,41-44]。本研究基于墨西哥某小型动物诊所的实践经验，旨在评估MDT在处理复杂小型动物伤口中的实用性。

二、材料与方法

本研究为回顾性分析，纳入经一种或以上常规治疗无效的伤口，后接受MDT治疗的猫犬病例。动物主人被告知MDT的使用原因，并在了解预期获益、风险及预后后签署知情同意。

2.1 实验动物来源

所有动物均招募自墨西哥高级兽医伤口管理医院（MAHVET），并在该医院接受治疗。所有动物均由同一名兽医（ACLG）直接负责照料。

2.2 药用蛆虫的饲养与消毒

蝇蛆来源于瓦哈卡州贝尼托华雷斯自治大学（Universidad Autonoma Benito Juarez de Oaxaca）生物系统与技术革新学院饲养的丝光绿蝇（Lucilia sericata）种群。

2.3 犬猫伤口蛆虫疗法应用方法

每次应用MDT敷料时，所有患者均需接受麻醉。

四只犬采用静脉注射右美托咪定（0.05 mg/kg）、布托啡诺（0.02 mg/kg）和美洛昔康（Mobic），同时配合1L/min的异氟烷进行麻醉。六只猫则采用肌注右美托咪定盐酸盐（0.004 mg/kg）、氯胺酮（0.5-1 mg/kg）和布托啡诺（0.02 mg/kg）进行麻醉。

麻醉后，剃除伤口周围毛发，并用生理盐水溶液清洁伤口，以去除先前使用的任何残留伤口处理产品。待区域干燥后，按每平方厘米8-10条幼虫的密度将幼虫放置在伤口床上，并覆盖无菌聚酯网（Organza，SKU 3915L61，La Parisina，MX）。该网（图1）缝合至皮肤上以防止蛆虫逃逸（图2）。然后在该笼式敷料上覆盖纱布以吸收渗出液。每日检查2次蛆虫敷料，一旦吸收性纱布变脏即进行更换。蛆虫和缝合网保持原位，直至幼虫成长为成熟饱食状态并聚集在伤口边缘试图逃逸。通常，这一过程在约48小时±24小时内发生。若通过目视检查发现移除蛆虫时伤口基底仍有超过20%的坏死组织，则重复治疗周期。每次与患者接触时均需评估动物的不适和痛苦程度。根据Feline Grimace Scale或Glasgow Scale判断，任何对敷料的过度关注或任何表明疼痛的活动或表情均被视为不适。

图1. 用于将蛆虫限制在创面的布料为欧根纱，孔径120-150微米。

图2. 将欧根纱缝合固定于蛆虫与纱布之上，形成笼状敷料以限制蛆虫于创面区域。在欧根纱敷料外覆盖轻质纱布，用于吸收经织物孔隙排出的液化坏死组织。纱布污染后即予更换。

三、数据分析

从患者病历中收集动物特征和临床数据。记录伤口的宽度、长度和深度。伤口进行了拍照但未进行描摹。表面积估算值（长度×宽度）较为粗略。这些估算值用于计算蛆虫剂量（每平方厘米8-10条幼虫），但不用于评估伤口愈合率或坏死组织百分比。使用Excel（V2017；Microsoft; Redmond, WA, USA）进行简单的描述性分析和均值比较。

四、结果

共有10只动物（4只犬，6只猫）接受了MDT（蛆虫清创疗法）治疗大多数动物为雄性，因创伤或手术导致四肢或腹股沟处有未愈合的伤口。伤口时间范围为5至450天（中位数为37.5天；均值为106天，标准差为147天）。

在除一例外的所有病例中（即90%的病例），兽医评估认为蛆虫治疗成功实现了清创的临床目标。唯一的例外是一只猫（病例5），由于技术原因难以维持蛆虫在伤口上的存活，MDT在12小时内被提前终止。在清除死亡的（溺亡的）蛆虫后，伤口通过手术清创，后期通过肌皮瓣闭合。

在接受了至少一个完整疗程MDT的9只动物中，89%（除病例1外）仅需一个蛆虫清创治疗周期。病例1接受了2个治疗周期。这9只动物的MDT平均治疗时间为52小时（中位数为48小时；范围为24至96小时）。

在至少接受1个治疗周期的5只猫伤口中，100%的伤口通过1或2个MDT周期实现了完全清创；其中4只猫（80%）仅需1个治疗周期即达到100%清创。4只犬中，3只（75%）的伤口通过1个MDT周期即实现100%清创；第4只犬达到80%清创。总体而言，80%的伤口在平均56小时的治疗时间内实现了100%清创。1个伤口在24小时的治疗时间内达到80%清创。最终，所有接受MDT治疗的动物均无需手术切除或截肢。除一只猫（病例9）因发生猫传染性腹膜炎被安乐死外，所有伤口均完全愈合。

治疗安全性评估未发现对伤口或动物产生任何有害影响。其中一只猫因经常注视蛆虫敷料而显得轻度不适；但它并未啃咬敷料，也未表现出其他行为变化。所有犬均未

观察到不适。未观察到任何长期不良事件。

“治疗前后”照片见下图3。

戳下方点亮图片

图3. 每例接受MDT治疗动物的"治疗前"与"治疗后"对照照片。照片间隔时间等于实际治疗时长，通常为1-4天。

病例1

一只9岁雄性猫在右腕部缺血性伤口手术清创后30天就诊。背部区域存在坏死区域。包括硝基呋喃软膏在内的常规伤口治疗未改善病情。经过两个48小时的MDT周期后，伤口完全清创。第二和第三远端指骨的坏死骨此时已清晰界定，并手术切除。初始伤口面积为25平方厘米；MDT后，伤口面积为16平方厘米。蛆虫清创后进行了为期6天的负压伤口治疗（V.A.C.；VeraFlo-MedCorp，San Antonio, TX, U.S.A.），随后使用银藻酸盐糊剂（Askina Calgitrol Paste；B. Braun Medical Inc.；Bethlehem, Pennsylvania）治疗，直至伤口完全上皮化。

病例6

一只1岁雄性犬因左骨盆肢缺血性伤口就诊。经过6天的酶解和自溶清创后，伤口仍坏死，未见改善。应用MDT 48小时后，伤口完全清创。初始伤口面积为35平方厘米，MDT后伤口最终面积为25平方厘米。蛆虫清创后进行了为期6天的负压伤口治疗（V.A.C.；VeraFlo-MedCorp，San Antonio, TX, U.S.A.），随后使用银藻酸盐糊剂治疗，直至伤口完全上皮化。所有指骨均得以保留且功能正常。

五、讨论

伤口愈合时间越长，感染和缺血的风险就越大。感染、坏死或含有不可存活物质的伤口不易愈合，可能需要清创和/或其他高级伤口护理方法[50]。本研究旨在通过作者使用蛆虫疗法的经验，确定其是否适用于小动物伤口清创。在本系列6只猫和4只犬的病例中，MDT与快速清创和动物最小风险相关。大多数担忧的风险并未出现：蛆虫未侵入组织，感染未扩散，且蛆虫可控。最终，作者的结论是MDT的益处远大于缺点和风险。

本系列病例包括急性伤口（病例2、6、7、9）和慢性伤口。由于保守治疗失败，且手术选择不理想（缺乏局部皮瓣选择，可能需要截肢肢体伤口），因此急性伤口接受了MDT治疗。另一方面，一些伤口（病例4和5）在接受MDT前已超过6个月。这些动物和其他动物在来到我们诊所之前已在其他地方接受过治疗。虽然本病例系列规模太小，无法评估小动物急性伤口与慢性伤口愈合结果之间的任何有意义的差异，但我们至少首次证明了MDT不仅有效于慢性伤口，也有效于猫和犬的急性伤口。尽管MDT通常仅推荐用于慢性伤口，但我们的经验支持了许多权威的观点，即坏死组织的存在应是MDT的关键指征，而非伤口的慢性程度。

在人类中，蛆虫敷料通常用胶水或胶带固定在伤口边缘，无需缝合。马蹄伤口上的蛆虫敷料通常用氰基丙烯酸酯粘合剂或非常牢固的胶带牢固地贴上。使用胶带或胶水使得无需缝合（因此也无需麻醉）即可使用敷料。然而，对于位于动物牙齿可触及部位的伤口，许多兽医认为有必要缝合敷料，而不是冒险仅使用胶带、胶水和锥形颈圈来维持蛆虫敷料的位置。可能可以在仅使用镇静剂和镇痛剂的情况下进行准备工作（如剃毛），将全身麻醉保留用于缝合网状织物的过程。但由于动物在需要将网状织物缝合在布满蛆虫的伤口上时仍然需要全身麻醉，临床医生（ACLG）认为最好在全身麻醉下进行整个治疗。

在人类中，蛆虫敷料几乎从不缝合固定。因此，据报道，蛆虫从敷料中逃逸是MDT在人类中最常见的不良事件之一[3]。Felder等人写道[52]，缺乏简单有效的蛆虫敷料是限制MDT在人类大伤口治疗中接受度的重要因素。

缺乏动物用蛆虫敷料可能是MDT未被兽医广泛使用的原因之一。如果是这样，那么最近发表的关于如何制作简单且低成本的蛆虫封闭袋的方法可能会增加MDT对兽医的吸引力和利用率[54]。另一个可能阻碍兽医更广泛接受MDT的因素是小动物缺乏对照临床试验。动物数据的缺乏是本研究的主要动机，希望本文所述的发现将促使研究人员在小动物中进行前瞻性临床试验。

一些兽医不愿尝试MDT，因为他们担心蛆虫会侵入组织。因此，需要指出的是，本研究中的动物均未出现与蛆虫相关的感染或健康组织入侵的证据。本研究以及之前发表的报告中均未将任何严重或长期不良事件归因于MDT。

另一个有时阻止一些兽医在其小动物诊疗中使用MDT的因素是治疗成本。即使MDT的成本被认为低于替代治疗的成本，据报道一些宠物主人也仅因成本原因而拒绝MDT。在本研究中，MDT的成本主要为蛆虫成本（每瓶治疗周期45美元）和敷料成本（每次治疗<10美元），加上兽医时间和麻醉成本。因此，全身麻醉可能是本研究中治疗的主要成本和风险。这一断言假设，如果伤口未用蛆虫清创，MDT后的伤口愈合护理成本大致相同。事实上，许多其他因素也会影响成本，如手术干预的需求和程度、清创速度以及完全伤口愈合所需的时间。

六、本研究的局限性

本研究为对单一小型动物诊所治疗案例的回顾性分析，因此存在若干不可避免的内在局限性，主要包括选择偏倚、治疗偏倚和观察者偏倚。另一不足之处是治疗流程缺乏标准化。作者认为，本研究在未设置严格入组标准和方法学限制的情况下仍能证明MDT的有效性和安全性，表明该疗法具有足够的灵活性和适应性，可在多种临床情境中成为实用工具。

另一相关局限性在于并非所有伤口均进行细菌培养。仅对疑似感染的伤口进行培养。若认为无需使用抗生素，则不做培养，以免培养出的定植菌可能会不适当地促使某人开始抗菌治疗。

尽管存在上述局限，本次评估仍提供了重要信息，显著增加了已发表的MDT治疗小型动物病例数量。未来需开展大规模前瞻性研究以验证当前报告的治疗有效性和安全性结果。后续研究还应探索操作简便、成本低廉且无需麻醉的替代应用技术。鉴于难愈性伤口的严重性，以及本研究和同类回顾性研究迄今展现的MDT有效性和安全性，应参考人类医学实践，将MDT纳入难愈性伤口的治疗选择。

七、结论

接受1-2次完整蛆虫清创治疗周期（平均56小时）的5只猫伤口及4只狗中的3只（75%）均实现完全清创。剩余1只犬在仅24小时治疗后即达到80%清创（预期终点），故未继续MDT。除需在全麻状态下缝合敷料外，MDT操作本身相对简便且经济。建议小型动物兽医将蛆虫清创疗法纳入问题伤口的治疗方案，尤其是在实施大型手术、截肢或安乐死前。本研究结果为开展MDT用于小动物伤口护理的随机临床试验提供了价值依据和理论支持。

参考文献

[1]Nelson LL. Surgical Site Infections in Small Animal Surgery. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2011;41:1041-1056.

[2] Verwilghen D, Singh A. Fighting Surgical Site Infections in Small Animals. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2015;45:243–276.

[3] Sherman RA, Mumcuoglu KY, Grassberger M, Tantawi TI. Maggot therapy. In: Grassberger M, Sherman RA, Gileva OS, Kim CMH, Mumcuoglu KY, eds. Biotherapy – History, Principles and Practice: A Practical Guide to the Diagnosis and Treatment of Disease Using Living Organisms. Dordrecht, The Netherlands: Springer Science+Business Media; 2013: 5–29.

[4] Choudhary V, Choudhary M, Pandey S, Chauhan VD, Hasnani JJ. Maggot debridement therapy as primary tool to treat chronic wound of animals. Vet World. 2016;9:403-409.

[5] Nigam Y, Wilson MR. Maggot Therapy. In: Stadler F, ed. A Complete Guide to Maggot Therapy: Clinical Practice, Therapeutic Principles, Production, Distribution, and Ethics. Cambridge, UK: Open Book Publishers; 2022:143–152. https://doi.org/10.11647/obp.0300.08.

[6] Chambers L, Woodrow S, Brown AP, Harris PD, Phillips D, Hall M, Church JCT, Pritchard DI. Degradation of Extracellular Matrix Components by Defined Proteinases from the Greenbottle Larva Lucilia sericata Used for the Clinical Debridement of Nonhealing Wounds. Br J Dermatol. 2003;148:14–23. https://doi.org/10.1046/j.13652133.2003.04935.x.

[7]Brown A, Horobin A, Blount DG, Hill PJ, English J, Rich A, Williams PM, Pritchard DI. Blow fly Lucilia sericata nuclease digests DNA associated with wound slough/eschar and with Pseudomonas aeruginosa biofilm. Med Vet Entomol. 2012;26:432-439. doi: 10.1111/j.1365-2915.2012.01029.x. Epub 2012 Jul 25. PMID: 22827809.

[8] Nigam Y, Wilson MR. The Antimicrobial Activity of Medicinal Maggots. In: Stadler F, ed. A Complete Guide to Maggot Therapy: Clinical Practice, Therapeutic Principles, Production, Distribution, and Ethics. Cambridge, UK: Open Book Publishers, UK; 2022:153–174. https://doi.org/10.11647/obp.0300.09.

[9] Thomas S, Wynn K, Fowler T, Jones M. The Effect of Containment on the Properties of Sterile Maggots. British J Nurs, 2002. 11(Sup2): pp. S21-S28, https://doi.org/10.12968/bjon.2002.11.Sup2.10294.

[10] Prete PE. Growth effects of Phaenicia sericata larval extracts on fibroblasts: mechanism for wound healing by maggot therapy. Life Sci. 1997;60:505-510.

[11] Horobin AJ, Shakesheff KM, Pritchard DI. Promotion of human dermal fibroblast migration, matrix remodeling and modification of fibroblast morphology within a novel 3D model by Lucilia sericata larval secretions. J Invest Dermatol. 2006;126:1410-1418.

[12] Zhang Z, Wang S, Diao Y, Zhang J, Lv D. Fatty acid extracts from Lucilia sericata larvae promote murine cutaneous wound healing by angiogenic activity. Lipids Health Dis. 2010;9:24. https://doi.org/10.1186/1476-511X-9-24.

[13]Wang TY, Wang W, Li FF, Chen YC, Jiang D, Chen YD, Yang H, Liu L, Lu M, Sun JS, et al. Maggot excretions/secretions promote diabetic wound angiogenesis via miR18a/19a - TSP-1 axis. Diabetes Res Clin Pract. 2020;165:108140. https://doi.org/10.1016/j.diabres.2020.108140.

[14] Wollina U, Liebold K, Schmidt WD, Hartmann M, Fassler D. Biosurgery supports granulation and debridement in chronic wounds – clinical data and remittance spectroscopy measurement. Int J Dermatol. 2002;41:635-639. https://doi.org/10.1046/j.1365-4362.2002.01354.x.

[15] Sherman RA, Wyle F, Vulpe M. Maggot therapy for treating pressure ulcers in spinal cord injury patients. J Spinal Cord Med. 1995;18:71-74. https://doi.org/10.1080/10790268.1995.11719382.

[16] Wayman J, Nirojogi V, Walker A, Sowinski A, Walker MA. The cost effectiveness of larval therapy in venous ulcers. J Tissue Viability. 2000;10:91–94. https://doi.org/10.1016/s0965-206x(00)80036-4

[17] Sherman RA: Maggot versus conservative debridement therapy for the treatment of pressure ulcers. Wound Repair Regen. 2002;10():208–214. https://doi.org/

[18] Sherman RA. Maggot therapy for treating diabetic foot ulcers unresponsive to conventional therapy. Diabetes Care. 2003;26:446-451. https://doi.org/10.2337/diacare.26.2.446.

[19] Armstrong DG, Salas P, Short B, Martin BR, Kimbriel HR, Nixon BP, Boulton AJM. Maggot therapy in ―lower-extremity hospice‖ wound care: fewer amputations and more antibiotic-free days. J Am Podiatr Med Assoc. 2005;95:254-257. https://doi.org/10.7547/0950254.

[20] Dumville JC, Worthy G, Bland JM, Cullum N, Dowson C, Iglesias C, Mitchell JL, Nelson EA, Soares MO, Torgerson DJ. Larval therapy for leg ulcers (VenUS II):

randomised controlled trial. Br Med J. 2009;338:b773. https://doi.org/10.1136/bmj.b773.

[21]Paul AG, Ahmad NW, Lee HL, Ariff AM, Saranum M, Naicker AS, Osman Z. Maggot debridement therapy with Lucilia cuprina: a comparison with conventional debridement in diabetic foot ulcers. Int Wound J. 2009;6:39-46. https://doi.org/10.1111/j.1742481X.2008.00564.x.

[22]Opletalová K, Blaizot X, Mourgeon B, Chêne Y, Creveuil C, Combemale P, Laplaud AL, Sohyer-Lebreuilly I, Dompmartin A. Maggot therapy for wound debridement: a randomized multicenter trial. Arch Dermatol. 2012;148:432-438. https://doi.org/10.1001/archdermatol.2011.1895.

[23]Davies CE, Woolfrey G, Hogg N, Dyer J, Cooper A, Waldron J, Bulbulia R, Whyman MR, Poskitt KR. Maggots as a wound debridement agent for chronic venous leg ulcers under graduated compression bandages: A randomised controlled trial. Phlebology. 2015;30:693-699. https://doi.org/10.1177/0268355514555386.

[24]Contreras-Ruiz J, Fuentes-Suárez A, Arroyo-Escalante S, Moncada-Barron D, Sosa-deMartínez MC, Maravilla-Franco E, Domínguez-Cherit JG. Estudio comparativo de la eficacia de la larvaterapia (LT) para desbridar y controlar la carga bacteriana en úlceras venosas comparado con desbridamiento quirúrgico y aplicación de un antimicrobiano tópico. Gac Méd Méx. 2016;152(Suppl 2):78-87

[25] Fonseca‐Muñoz A, Sarmiento‐Jiménez HE, Pérez‐Pacheco R, Thyssen PJ, Sherman RA. Clinical study of Maggot therapy for Fournier’s gangrene. Int Wound J. 2020;17:1642-1649. https://doi.org/10.1111/iwj.13444.

[26] Mumcuoglu KY, Ingber A, Gilead L, Stessman J. Maggot therapy for the treatment of diabetic foot ulcers. Diabetes Care. 1998;21:2030-2031. https://doi.org/10.2337/diacare.21.11.2030.

[27] Steenvoorde P, Jacobi CE, Van Doorn L, Oskam J. Maggot debridement therapy of infected ulcers: patient and wound factors influencing outcome—a study on 101 patients with 117 wounds. Ann R Coll Surg Engl. 2007;89:596-602. https://doi.org/10.1308/003588407X205404.

[28] Marineau ML, Herrington MT, Swenor KM, Eron LJ. Maggot debridement therapy in the treatment of complex diabetic wounds. Hawaii Med J. 2011;70:121-124.

[29] Mirabzadeh A, Ladani MJ, Imani B, Rosen SA, Sherman RA. Maggot therapy for wound care in Iran: a case series of the first 28 patients. J Wound Care. 2017;26:137143. https://doi.org/10.12968/jowc.2017.26.3.137.

[30] Nair HK, Ahmad NW, Ismail AA, Alabed AAA, Zheming BO, Kaur G, Hassan H, Supaat NI. Maggot debridement therapy to treat hard-to-heal diabetic foot ulcers: a single-centre study. J Wound Care. 2021;30(Suppl 12):S30-S36. https://doi.org/10.12968/jowc.2021.30.Sup12.S30.

[31] Siavash M, Najjarnezhad A, Mohseni N, Abtahi SM, Karimy A, Sabzevari MH. Efficacy of Maggot Debridement Therapy on Refractory Atypical Diabetic Foot Ulcers: An Open-Label Study. Int J Low Extrem Wounds. 2021;20:315-320. https://doi.org/10.1177/1534734620920403.

[32] Bell NJ. Use of sterile maggots to treat panniculitis in an aged donkey. Vet Rec. 2001;149:768-770. [33] Sherman RA, Morrison S, Ng D. Maggot debridement therapy for serious horse wounds - a survey of practitioners. Vet J. 2007;174:86-91. https://doi.org/10.1016/j.tvjl.2006.05.012.

[34] Rey M, Castañeda A, Gonz lez J, Acero V, Segura A, Zapata C, Gaona MA, R os D, Bello F. Evaluaci n de la terapia larval aplicada a cuatro casos cl nicos de animales en ogot (Colombia) Evaluation of maggot therapy applied to four clinical cases of

animals in Bogota (Colombia)]. Revista Colombiana de Entomología. 2010;36:254– 259. Available from: https://ciencia.lasalle.edu.co/scopus_unisalle/649 (SCOPUS_ID:79960493581). Also available from: http://www.scielo.org.co/pdf/rcen/v36n2/v36n2a14.pdf. Last accessed 23 June, 2024. [35] Lepage OM, Doumbia A, Perron-Lepage MF, Gangl M. The use of maggot debridement therapy in 41 equids. Equine Vet J Suppl. 2012;43:120-125. https://doi.org/10.1111/j.2042-3306.2012.00609.x.

[36]Vistnes LM, Lee R, Ksander GA. Proteolytic activity of blowfly larvae secretions in experimental burns. Surg. 1981;90:835–841.

[37] Rey M, Castañeda A, González J, Acero V, Segura A, Zapata C, Gaona MA, Ríos D, Bello FJ. Evaluación de la terapia larval en el proceso de curación de heridas infectadas con Pseudomonas aeruginosa en Conejos [Evaluation of the larval therapy in the healing process of infected wounds with Pseudomonas aeruginosa in rabbits]. Rev Ciencias de la Salud. 2008;6:9-24. Available from: http://www.scielo.org.co/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S169272732008000200002&lng=en&tlng=es. Last accessed 23 June, 2024.

[38] Masiero FS, Thyssen PJ. Evaluation of conventional therapeutic methods versus maggot therapy in the evolution of healing of tegumental injuries in Wistar rats with and without diabetes mellitus. Parasitol Res. 2016;115:2403-2407. https://doi.org/10.1007/s00436-016-4991-8.

[39] Barros LA, Sant'Anna LX, Lessa CS, Aguiar Coelho VM, Nunes MDP, de Souza CMV, Holanda Duarte MCK, Fonseca ABM, Sakamoto CAM, Leite JDS. Evaluation of Larval Therapy Compared to Antibiotic Therapy in the Treatment of Skin Wounds in Rabbits. J Med Entomol. 2001;58:900-905. https://doi.org/10.1093/jme/tjaa229.

[40] Borkataki S, Katoch R, Goswami P, Bhat A, Chakraborty D. Acceleration of cutaneous wound healing by Lucilia sericata maggots in diabetic Wistar rats. Trop Biomed. 2021;38:86-93. https://doi.org/10.47665/tb.38.1.015.

[41] Sherman RA, Stevens H, Ng D, Iversen E. Treating wounds in small animals with maggot debridement therapy: a survey of practitioners. Vet J. 2007;173:138-143. https://doi.org/10.1016/j.tvjl.2005.11.006.

[42] Masiero FS, Aguiar ESV, Pereira DIB, Thyssen PJ. First report on the use of larvae of Cochliomyia macellaria (Diptera: Calliphoridae) for wound treatment in veterinary practice. J Med Entomol. 2019;57:965-968. https://doi.org/10.1093/jme/tjz238.

[43] Dawson KA, Mickelson MA, Blong AE, Walton RAL. Management of severe burn injuries with novel treatment techniques including maggot debridement and applications of acellular fish skin grafts and autologous skin cell suspension in a dog. J Am Vet Med Assoc. 2021;260:428-435. https://doi: 10.2460/javma.20.10.0579.

[44] Reinstein RDS, Santi EMT, Cartana CB, Caye P, Vargas D, Fischborn NT, et al. A positive association of larval therapy and hyperbaric oxygen therapy in veterinary wound care. Parasitol. Int. 2022;87:102517. https://doi.org/10.1016/j.parint.2021.102517.

[45] Fonseca-Muñoz A, Pérez-Pacheco R, Ortega-Morales BO, Reyes-Estebanez M, Vásquez-López A, Chan-Bacab M, Granados-Echegoyen CA. Bactericidal Activity of Chrysomya rufifacies and Cochliomyia macellaria (Diptera: Calliphoridae) Larval Excretions–Secretions Against Staphylococcus aureus (Bacillales: Staphylococcaceae). J Med Entomol. 2019;56:1598-1604. https://doi.org/10.1093/jme/tjz109.

[46] Sherman RA, Wyle FA. Low-cost, low-maintenance rearing of maggots in hospitals, clinics, and schools. Am J Trop Med Hyg. 1996;54:38-41. https://doi.org/10.4269/ajtmh.1996.54.38.

[47] Evangelista MC, Watanabe R, Leung VSY, Monteiro P, O’Toole E, Pang DSJ, Steagall PV. Facial expressions of pain in cats: the development and validation of a Feline Grimace Scale. Sci Rep. 2019;9:19128. https://doi.org/10.1038/s41598-01955693-8.

[48] Reid J, Nolan AM, Hughes L, Lascelles D, Pawson P, Scott EM. Development of the Short-Form Glasgow Composite Measure Pain Scale (CMPS-SF) and derivation of an analgesic intervention Score. Anim. Welf. 2007;16: 97–104.

[49] Buote NJ. Updates in Wound Management and Dressings. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2022;52:289-315. https://doi.org/10.1016/j.cvsm.2021.12.001. [50] Chik C. Patient Presentation and Evaluation of Wound. In: Buote NJ, ed. Techniques in small animal wound management. Hoboken, NJ: John Wiley and Sons, Inc.; 2024:85-102. https://doi.org/10.1002/9781119933861. [51] Sherman RA, Shapiro CE, Yang RM. Maggot therapy for problematic wounds: uncommon and off-label applications. Adv Skin Wound Care. 2007;20:602-610. https://doi.org/10.1097/01.ASW.0000284943.70825.a8.

[52] Felder JM, Hechenbleikner E, Jordan M, Jeng J. Increasing the options for management of large and complex chronic wounds with a scalable, closed-system dressing for maggot therapy. J Burn Care Res. 2012;33:e169-175. https://doi.org/10.1097/BCR.0b013e318233570d.

[53] Jun-Cheng Wu, Ren-Rong Lu, Ran Huo, Hong-Bin Fu. Maggot therapy for repairing serious infective wound in a severely burned patient. Chin J Traumatol. 2012;15:124125. https://doi.org/10.3760/cma.j.issn.1008-1275.2012.02.012.

[54] Sherman RA, Stadler F. Expanding access to maggot containment dressings through redesign and innovation. Int Wound J. 2025;22:e70100. https://doi.org/10.1111/iwj.70100.

[55] Mickelson MA. Biologic Wound Therapy: Subsection B: Maggot therapy. In: Buote NJ, ed. Techniques in small animal wound management. Hoboken, NJ: John Wiley and Sons, Inc.; 2024:85-102. https://doi.org/10.1002/9781119933861.

[56] Coe JB, Adams CL, Bonnett BN. A focus group study of veterinarians' and pet owners' perceptions of the monetary aspects of veterinary care. J Am Vet Med Assoc. 2007;231:1510-1518. https://doi.org/10.2460/javma.231.10.1510.

[57] Kipperman BS, Kass PH, Rishniw M. Factors that influence small animal veterinarians' opinions and actions regarding cost of care and effects of economic limitations on patient care and outcome and professional career satisfaction and burnout. J Am Vet Med Assoc. 2017;250:785-794. https://doi.org/10.2460/javma.250.7.785.

注：本站信息仅供兽医专业人士参考，可为动物疾病诊断与治疗提供思路，但不构成直接医疗指导。本站转载或引用文章如涉及版权问题，请速与我们联系，对此造成的不便深表歉意！

1点学苑

立即点击图片预约课程吧

点击图片了解课程详情

实操课程介绍

点击图片了解课程详情点击图片了解课程详情

一例激光治疗猫腋下陈旧性伤口病例分享

维生素C在临床伤口愈合中的应用

一例猫前肢外伤引发高热和贫血的思考

宠物外伤处理后失败补救法

本文只是冰山一角！想了解更多专业分析？我们已整理在【宠物医师网】

点击蛆虫清创疗法治疗猫狗复杂伤口的安全性和有效性研究，解锁文献