Science丨哺乳动物小脑中AMPA受体-TARP复合物的结构与组织|ampa|亚基|受体|哺乳动物|复合物|神经元|细胞

撰文|林无隅

AMPA受体（AMPARs）是中枢神经系统中介导快速兴奋性突触传递的关键分子【1】，其亚基组成的多样性通过特定的信号传导和可塑性机制支持学习与记忆功能【2】。在小脑中， AMPARs 表现出高度的细胞特异性差异：神经元突触依赖钙离子不通透（ CI ）受体进行高频兴奋传递【3】，而伯格曼胶质细胞（ BG ）则完全依赖钙离子通透（ CP ）受体产生的钙信号来调节突触功能及胶质细胞 - 神经元偶联【4】。核心亚基 GluA4 在小脑中特异性高表达【5】，并参与上述两种截然不同的受体类型的构成。然而，关于 GluA4 如何与不同的跨膜AMPAR调节蛋白（TARPs）组装成特定的复合物【6】，以及这些不同亚型如何精确分布以支持神经元与胶质细胞各自的功能需求，该领域仍存在未解之谜。

近日，英国剑桥的医学研究委员会（ MRC ）分子生物学实验室，神经生物学部Ingo H. Greger团队在 Science 杂志上发表了

Structure and organization of AMPA receptor -TARP complexes in the mammalian cerebellum

的研究文章。研究人员结合了冷冻电镜（ cryo-EM ）、质谱分析（ MS ）和电生理学等多种前沿技术，系统解析了猪小脑中主要的GluA4-TARP复合物的结构与组织原则。他们成功鉴定并区分了两类主要的受体复合物：一种是主要来源于神经元的钙离子不通透 GluA2/A4 异源八聚体，另一种是伯格曼胶质细胞特有的钙离子通透 GluA1/A4 异源六聚体。研究不仅揭示了GluA4受体紧凑的N端结构域（NTD）促进其突触定位的分子机制，还阐明了不同受体亚型如何通过特定的TARP化学计量和亚型选择来实现细胞特异性功能。这项工作不仅定义了哺乳动物小脑AMPAR复合物的组装原则，也解决了不同受体亚型如何支撑特定细胞生理功能的关键科学问题。

研究人员利用特异性识别 GluA4 N 端结构域的纳米抗体（ Nb74 ）从小脑突触体中分离内源性受体，质谱分析证实 GluA4 主要与 GluA2 、 GluA1 以及 TARP 亚基共纯化。通过冷冻电镜结构解析与分类，受体被主要分为两组：结合四个 TARP 亚基的 “ 八聚体 ” 和仅结合两个 TARP 亚基的 “ 六聚体 ” 。结构分析显示， “ 八聚体 ” 主要是包含 GluA2 和 GluA4 亚基的钙离子不通透受体，其特征是 GluA2 占据 B/D 位点，并结合了四种 I 型 TARP 亚基，这种配置主要介导神经元的突触传递。

针对 “ 六聚体 ” 受体的深入解析表明，它们主要是钙离子通透的 GluA1/A4 异源四聚体，且呈现出独特的 2:2 化学计量比（ GluA1 和 GluA4 各两个），并仅在 B'/D' 位点结合两个 TARP 亚基。研究发现这些受体特异性地结合 II 型 TARP （主要是 γ7 ），并表现出独特的 “ 翻转 / 折叠 ” （ flip/flop ）剪接变体组合以及异源二聚化的 NTD 界面。通过对比小鼠脑切片和 HEK 细胞的电生理记录，研究证实这种 GluA1/A4 与双 TARP-γ7 结合的复合物，在动力学和谷氨酸敏感性上完美复现了伯格曼胶质细胞天然 AMPAR 的功能特征。

结构与功能实验进一步揭示， GluA4 受体具有一个紧凑且稳定的 N 端结构域（ NTD ）四聚体界面，这一特征与 GluA2 相似，但显著区别于 GluA1 和 GluA3 。研究发现 GluA4 NTD 界面通过 Arg230 和 His233 等关键残基的相互作用得以强化，这种稳定的 NTD 结构对于受体在突触后膜的有效锚定至关重要。海马脑片电生理实验表明，破坏 GluA4 NTD 界面的关键残基会显著降低突触传递效率，证明 GluA4 能够像 GluA2 一样，通过其独特的 NTD 结构特征来竞争并占据突触位点。

综上所述，该研究阐明了小脑中两种主要的GluA4受体复合物的分工：神经元利用GluA2/A4八聚体与I型TARP结合以介导主要传入信号，而胶质细胞则利用GluA1/A4六聚体与II型TARP结合以调节钙离子信号。GluA4 亚基通过其紧凑的 NTD 结构，在两种细胞类型中均有效地促进了受体的突触递送与锚定。这一发现不仅揭示了受体亚基化学计量、 TARP 亚型选择与细胞功能之间的精确对应关系，也为理解突触传递及胶质细胞 - 神经元相互作用的分子机制提供了坚实的结构基础。

https://doi.org/10.1126/science.aeb3577

制版人：十一

参考文献

1. K. B. Hansen, L. P. Wollmuth, D. Bowie, H. Furukawa, F. S. Menniti, A. I. Sobolevsky, G. T. Swanson, S. A. Swanger, I. H. Greger, T. Nakagawa, C. J. McBain, V. Jayaraman, C.-M. Low, M. L. Dell’Acqua, J. S. Diamond, C. R. Camp, R. E. Perszyk, H. Yuan, S. F. Traynelis, Structure, Function, and Pharmacology of Glutamate Receptor Ion Channels.Pharmacol. Rev.73, 1469–1658, (2021). doi:10.1124/pharmrev.120.000131

2. R. A. Nicoll, A Brief History of Long-Term Potentiation.Neuron93, 281–290 (2017). doi:10.1016/j.neuron.2016.12.015

3. Cathala, L. et al. Changes in synaptic structure underlie the developmental speeding of AMPA receptor-mediated EPSCs.Nat. Neurosci.8, 1310–1318 (2005)

4. Burnashev, N. et al. Calcium-permeable AMPA-kainate receptors in fusiform cerebellar glial cells.Science256, 1566–1570 (1992).

5. Schwenk, J. et al. Regional diversity and developmental dynamics of the AMPA-receptor proteome in the mammalian brain.Neuron84, 41–54 (2014).

6. Menuz, K. et al. TARP redundancy is critical for maintaining AMPA receptor function.J. Neurosci.28, 8740–8746 (2008).

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（*排名不分先后）