Cell | 核斑助力GC-rich基因完成正确的剪接和表达|rna|复合体|染色质|核斑助力|蛋白

撰文 | 啾啾椰

核斑(nuclear speckle) 是细胞核中的一种无膜凝聚体结构，富含SR蛋白、剪接因子、RNA加工因子，并通常位于转录活跃区域附近【1】。人类基因组中存在GC含量显著升高（GC-rich）的区域（isochore）。位于GC-rich区域的基因通常具有短内含子结构，且外显子与内含子GC含量相近（leveled exon-intron architecture）【2】。这种结构更容易产生复杂剪接事件，例如内含子滞留（intron retention）或外显子跳跃（exon skipping）【3】，因此往往需要较高局部浓度的剪接因子才能完成准确剪接。

由于核斑是剪接因子的富集区域，早期研究发现GC-rich基因及转录活跃基因在空间上倾向于靠近核斑，转录后RNA常在核斑边缘完成加工，并且部分mRNA似乎从核斑附近进入核孔复合体【4】。这些结果提示核斑与GC-rich基因之间存在明显的空间相关性。然而，这些研究主要停留在相关层面，并不能证明核斑是否直接参与RNA剪接或基因表达调控。此外仍存在多个未解问题，例如：核斑是否参与3D基因组结构维持？是否影响转录过程？为什么典型核斑结构仅在高等脊椎动物中出现？

近日，Max-Planck研究所的Tuğçe Aktaş团队在Cell上发表了题为Nuclear speckles enable processing of RNA from GC-rich isochores的文章，利用急性系统性拆除核斑的方法，首次证明核斑是一种专门支持GC-rich基因正确剪接与表达的RNA加工平台，并提出这一系统在陆生脊椎动物进化过程中出现。

作者构建了一个可快速降解核斑核心结构蛋白SON与SRRM2的系统，使细胞内核斑在约24小时内完全消失。该系统允许直接观察核斑丢失后的细胞核结构变化、转录变化、剪接变化和RNA稳定性变化。

利用PA-GFP-H2B追踪染色质运动发现，当核斑消失时，染色质在整个细胞核内扩散。Hi-C分析显示染色质空间分区边界减弱，同时细胞核形态发生异常（raisin-like）。这些结果表明核斑可以维持核结构与染色质空间组织。

随后，研究人员发现nascent RNA测序显示转录变化较小，而poly(A) mRNA显著下降，说明核斑对基因表达的影响主要发生在转录后水平，即RNA加工与稳定性阶段。进一步分析发现，下调基因几乎全部来源于GC-rich isochore区域，尤其是GC含量最高的19号染色体，说明核斑特异性支持GC-rich基因表达。

进一步，RNA-seq结果显示核斑丢失导致intron retention增加、exon skipping增加、剪接混乱程度（splicing entropy）升高。FLASH实验显示磷酸化SR蛋白（pSR）结合下降与SF3复合体定位异常。这说明核斑通过在局部集中剪接因子来保证GC-rich基因的正确剪接。这些异常剪接RNA滞留在细胞核中，并最终被降解。研究表明降解过程部分依赖NMD（nonsense-mediated decay）。

接下来，研究发现GC-rich leveled exon-intron结构主要存在于羊膜动物（amniotes，包括爬行动物、鸟类和哺乳动物）。同时，SON蛋白的IDR（intrinsically disordered region）在陆生脊椎动物中显著扩展。只有完整的人源SON蛋白能够恢复核斑结构与剪接功能。

作者提出，SON IDR扩展导致核斑形成，而核斑支持GC-rich基因剪接，促进GC-rich基因结构稳定存在，因此核斑与GC-rich基因结构呈协同进化关系。

综上所述，作者在文章中提出了完整模型：核斑通过提供高浓度SR蛋白、维持SF3复合体定位并组织剪接因子，从而保证GC-rich基因正确剪接、促进RNA核输出并防止RNA降解。该研究首次直接证明核斑是功能性的RNA加工平台，而非被动的剪接因子储存结构。剪接与3D的核结构存在耦合，基因组进化与RNA加工结构共同进化，核斑对GC-rich基因具有特异性功能，而非普遍必需。通过急性双降解SON与SRRM2，作者实现了对核斑的快速拆除，并首次提供核斑对GC-rich基因表达具有直接因果作用的证据。

https://www.cell.com/cell/fulltext/S0092-8674(26)00098-X

制版人：十一

参考文献

1. Spector, D.L., and Lamond, A.I. (2011). Nuclear speckles. Cold Spring Harb.Perspect. Biol. 3, a000646. https://doi.org/10.1101/cshperspect. a000646.

2. Rao, S.S.P., Huntley, M.H., Durand, N.C., Stamenova, E.K., Bochkov, I.D.,Robinson, J.T., Sanborn, A.L., Machol, I., Omer, A.D., Lander, E.S., et al.(2014). A 3D map of the human genome at kilobase resolution reveals principles of chromatin looping.Cell159, 1665–1680. https://doi.org/10.1016/j.cell.2014.11.021.

2. Tammer, L., Hameiri, O., Keydar, I., Roy, V.R., Ashkenazy-Titelman, A.,Custodio, N., Sason, I., Shayevitch, R., Rodrı ´guez-Vaello, V., Rino, J.,et al. (2022). Gene architecture directs splicing outcome in separate nuclear spatial regions.Mol. Cell82, 1021–1034.e8. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2022.02.001.

3. Quinodoz, S.A., Ollikainen, N., Tabak, B., Palla, A., Schmidt, J.M., Detmar,E., Lai, M.M., Shishkin, A.A., Bhat, P., Takei, Y., et al. (2018). Higher-order inter-chromosomal hubs shape 3D genome organization in the nucleus.Cell174, 744–757.e24. https://doi.org/10.1016/j.cell.2018.05.024.

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