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在基因编辑领域，CRISPR 技术无疑是近十年来最成功的一项技术。去年，美国一名十个月大的婴儿成为全球首位通过 CRISPR 基因编辑技术有效治愈罕见遗传病的人。
但 CRISPR Cas9 虽然会切，但它并不总知道自己为什么切、该不该切、会不会顺手切错。这让基因编辑在实验室里可以快速推进，却在临床和复杂生物体系中始终被一层「不确定性」所限制。
来自澳大利亚 Monash University 等的研究团队正利用 AI 来解决这个问题。他们设计的 Acrs 能够高效且特异地抑制 CRISPR–Cas13a 核酸酶活性，这种效应器抑制剂将有助于 CRISPR–Cas 工具在科研、医学、农业和微生物学等多元领域的持续发展。
相关研究内容以「De novo design of potent CRISPR–Cas13 inhibitors」为题，于 2026 年 1 月 26 日发布在《Nature Chemical Biology》。
论文链接：https://www.nature.com/articles/s41589-025-02136-3
抗 CRISPR 分子方法
在传统 CRISPR 工作流中，最难的从来不是切割本身，而是设计阶段的决策。研究者通常需要搞懂哪些片段最具价值，哪些最适合剪切，不同引导 RNA（gRNA）在真实染色质环境下表现差异有多大。除此之外，还有脱靶、编辑效率、上下游转录效应等等问题。
这些依靠经验驱动的问题解决措施在单基因、简单模型中尚可接受，但在多位点编辑、功能元件级别操作时几乎不可扩展。为了克服自然存在的 Acrs（抗 CRISPRs）发现的局限，研究团队利用全新蛋白质设计，创造了 CRISPR–Cas 的新型蛋白质抑制剂，并称之为 AI 设计的 Acrs（AIcrs）。
图 1：针对 LbuCas13a HEPN 域的 AIcr 设计。
拿目前尚无已知天然 Acrs 的 LbuCas13a 举例，团队从 10000 个设计中选择出 96 个备选，随后通过多结构对齐（MSTA）进行分析，长度在 70 到 127aa 不等。通过分析与目标复合体中各类别 AlphaFold2 预测，除了 HEPN 活性位点形状互补性外，靶点热点通过带电或疏水相互作用实现了多样化的结合机制。
接下来团队还开发了细胞表达和 Cas13a 活性测定系统，以此来快速筛选候选者对于目标（即核酸酶活性）是否具有抑制效果。
在上述 96 种备选设计中，团队观察到有 10 种在 60 分钟后荧光减少>50%。这种新方法比传统蛋白质发现流程快得多，从靶点选择到命中和导叶鉴定仅需 8 周，是一种极具成本效益、可行且高效的替代方法
成果与方法简析
AI 工具的设计方向是结合 RoseTTAFold-Diffusion（RFdiffusion）进行蛋白质骨架生成，以及 ProteinMPNN 进行反向折叠。然后通过三步流程完成筛选与验证。
图 2：工作流简介。
- 初筛：采用无细胞表达系统结合荧光报告基因 assay，筛选出 10 个可抑制 LbuCas13a 活性超过 50% 的候选者；
- 结合验证：通过生物层干涉法（BLI）验证候选分子与 LbuCas13a 复合物的结合能力；
- 纯化验证：对 96 个候选进行亲和层析纯化，最终选定 3 个活性最优的分子（AIcrVIA1、AIcrVIA2、AIcrVIA3）进行深入表征。
其生成的 3 种 AIcrs 均表现出高亲和力结合特性；二级结构与设计预期一致，热稳定性优异（30-70℃ 范围内保持结构稳定）。
对于细菌系统：在大肠杆菌中，AIcrs 可通过阿拉伯糖诱导表达，有效逆转 LbuCas13a 介导的 T4 噬菌体复制抑制，恢复噬菌体滴度；
对于人类细胞系统：在 HEK293T 细胞中，AIcrs 能显著抑制 LbuCas13a 对 GFP mRNA 的切割作用，使荧光信号恢复至非靶向对照组水平，其中 AIcrVIA1 和 AIcrVIA2 表现出低细胞毒性，AIcrVIA3 则存在一定毒性。
高效 AI 驱动抑制剂
该工作流从靶点选择到验证仅需 8 周，成功率达 10%，远快于传统天然 Acr 筛选方法，且设计的 AIcrs 与已知蛋白质无结构同源性，为 「新功能 - 新结构」 蛋白质设计提供范例。
不过，该设计的几个成果仍存在不可预测性，需依赖大规模湿实验筛选，这其中的细胞毒性机制也尚未明确。在未来的研究中，还需要高通量细胞筛选数据优化 AI 模型，探索 AIcrs 在基因治疗、传染病诊断等场景的应用，以便拓展至其他 CRISPR-Cas 系统及新型核酸酶的抑制剂设计。
相关报道：https://phys.org/news/2026-01-ai-crispr-technology.html
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