近年来，CRISPR-Cas9基因编辑技术在遗传病治疗领域展现出巨大的潜力，并已逐步进入临床试验。然而，目前的安全评估主要聚焦于基因编码区的脱靶突变效应，对于占人类基因组97%以上的非编码区域可能带来的复杂影响，科学界的认知尚显不足。非编码区富含大量顺式调控元件，它们通过远距离染色质相互作用等方式，对维持细胞 identity 至关重要。这些调控元件的任何微小扰动，都可能对细胞命运产生深远影响，因此，深入探究基因编辑在非编码区可能引发的后果，对于保障该技术的安全应用具有重要的科学意义和临床价值。
2026年2月24日，清华大学张学工、李寅青和朱明在《Cell Stem Cell》期刊上发表了一项题为《Minimizing far-extending chromatin perturbation in genome editing preserves stem cell identity》的研究。该研究的通讯作者包括清华大学的。研究团队通过开发一种名为AR-seq的新技术，系统性地揭示了CRISPR基因编辑在非编码区切割时，会在不同细胞类型中引发程度各异的染色质结构扰动，并发现这种扰动在干细胞中尤为显著，可导致其 prematurely 分化，失去干细胞特性。
为了深入研究这一现象，研究团队首先利用AR-seq技术对多种细胞类型进行检测。结果显示，CRISPR编辑后，染色质的开放性在切割位点附近发生显著变化，且其影响范围在不同细胞间差异巨大。例如，在HEK293T细胞中，染色质开放范围的扩展仅约6千碱基，而在小鼠胚胎成纤维细胞NIH3T3中，这一范围可延伸至数百千碱基。基于此，团队构建了一个“染色质扰动范围指数”，该指数与细胞内在的DNA修复通路偏好性密切相关。值得注意的是，具有干性的细胞，如小鼠胚胎干细胞和受精卵，其扰动范围指数最高，意味着它们对编辑引发的染色质改变最为敏感。
随后，研究人员在活体小鼠和体外细胞模型中验证了这一发现。他们将CRISPR系统递送至小鼠海马体的神经干细胞中，在距离调控元件几十千碱基以外的非编码区进行切割。结果显示，这些编辑事件足以激活静息的神经干细胞，促使其过早地分化为神经母细胞，破坏了干细胞的正常 pool。同样，在小鼠胚胎干细胞中，即使在距离关键多能性基因（如Nanog和Pou5f1）调控区1至20千碱基的位点进行编辑，也观察到了干性标志物SSEA-1阳性细胞比例的显著下降，细胞发生 premature 分化。进一步的检测排除了大片段缺失或染色体重排等突变因素，表明细胞命运的转变主要源于染色质结构的非突变性改变。
为了揭示其背后的机制，研究团队进行了深入的分子分析。他们发现，CRISPR编辑后，DNA双链断裂处会启动一种称为“DNA切除”的修复过程，产生长单链DNA。这种单链DNA的形成会取代原本结合在双链DNA上的关键结构蛋白CTCF。CTCF是维持染色质三维构象的重要因子，其被取代直接导致了染色质高级结构的破坏。同时，团队还开发了ACC-seq技术，发现编辑同样破坏了依赖“ condensate”形成的远距离调控网络。综合这些变化，原本由三维空间邻近的基因调控关系被重新“布线”，导致远距离基因的表达发生紊乱，最终触发了干细胞的命运转变。
最后，为了减少基因编辑带来的这些非预期影响，研究团队评估了多种优化策略。他们发现，使用不产生DNA双链断裂的碱基编辑器，可以有效避免染色质的开放和干性的丧失。此外，通过对sgRNA的设计进行优化，使其远离调控元件富集区域，也能降低扰动风险。更重要的是，通过药物（如Mirin）短暂抑制DNA切除过程中的关键蛋白MRN复合物，可以显著缩短单链DNA的延伸范围，减轻染色质扰动，并保护干细胞 identity，同时不影响编辑效率。这些发现为未来开发更安全的基因编辑工具和策略提供了重要的理论依据和实践方向。
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