2026 年 3 月 18 日，《自然》（Nature）在线发表了一项颠覆性研究成果。由 Jennifer A. Doudna 等顶尖科学家领衔的团队，开发出一套创新的双载体递送体系，通过联合使用包膜脱氧核糖核酸病毒（EDV）与 T 细胞定向进化的腺相关病毒（AAV），精准完成了 CRISPR-Cas9 基因编辑工具和 CAR 转基因的 T 细胞特异性递送与位点整合。该技术首次在人源化小鼠体内直接生成了达到治疗剂量的功能性 CAR-T 细胞，为解决传统细胞疗法的核心痛点提供了全新路径。
核心研究成果1. 双载体协同实现 TRAC 位点高效精准敲入
研究人员设计了分工明确的双载体系统：Cas9-EDV 载体负责递送 CRISPR-Cas9 核糖核蛋白复合物，在 T 细胞基因组的 TRAC 位点制造特异性双链断裂；HDRT-AAV 载体则携带同源定向修复模板，提供 CAR 转基因的供体 DNA。两者联合作用时，可将 CAR 基因精准插入 T 细胞受体 α 链恒定区（TRAC）这一 "安全位点"。
体外实验显示，该系统在人外周血单个核细胞（PBMC）中的 CAR 整合效率最高可达 67.2%；在 NSG 人源化小鼠体内，静脉注射双载体后第 14 天，即可在脾脏和外周血中检测到稳定表达的 TRAC-CAR T 细胞，且这些细胞能够正常增殖和分化。
2. 定向进化与靶向修饰大幅提升递送特异性
为解决传统 AAV 载体 T 细胞靶向性不足的问题，研究团队对 AAV6 衣壳进行了多轮 T 细胞定向进化筛选，获得了新型变体 AAV-hT7。与野生型 AAV6 相比，AAV-hT7 对人 T 细胞的转导效率提升了约 10 倍，同时显著降低了对 NK 细胞、造血干细胞等非靶细胞的非特异性转导。
此外，研究人员将 EDV 载体的 VSVG 包膜蛋白替换为抗 CD3 单链抗体，使其能够特异性识别 T 细胞表面的 CD3 分子。实验证实，抗 CD3-EDV 与 AAV-hT7 的组合实现了近乎绝对的 T 细胞特异性递送，几乎不转导 CD4 + 和 CD8+ T 细胞以外的其他细胞类型。
3. 体内生成的 CAR-T 细胞保留完整免疫功能
全面的功能表征结果显示，体内重编程产生的 TRAC-CAR T 细胞不仅高表达 CAR 分子，还维持了健康的 T 细胞表型。这些细胞中同时存在 CD4 + 辅助性 T 细胞和 CD8 + 细胞毒性 T 细胞亚群，且含有较高比例的 TCF1 + 干性记忆 T 细胞和较低比例的 TOX + 耗竭 T 细胞，这一特征预示着它们具有更强的长期抗肿瘤活性和体内持久性。
4. 白血病模型中疗效超越传统慢病毒 CAR-T
在 B 细胞急性淋巴细胞白血病（B-ALL）的 NSG 小鼠模型中，单次静脉注射 EDV/AAV 双载体系统，即可在体内快速生成足够数量的 CAR-T 细胞，有效清除肿瘤细胞并显著延长小鼠生存期。
头对头比较实验表明，体内生成的 TRAC-CAR T 细胞疗效优于相同剂量的传统体外慢病毒转导 CAR-T 细胞。即使在低剂量下，体内疗法仍能表现出良好的抗肿瘤效果，而传统慢病毒 CAR-T 细胞在相同剂量下几乎无效。
5. 广谱抗肿瘤活性覆盖血液肿瘤与实体瘤
该技术具有出色的通用性。通过更换 CAR 转基因，研究人员成功在体内生成了靶向 BCMA 的 CAR-T 细胞，在多发性骨髓瘤小鼠模型中取得了显著疗效。更令人振奋的是，靶向 B7H3 的 CAR-T 细胞在 MES-SA 肉瘤实体瘤模型中表现出强大的抗肿瘤活性，6 只治疗小鼠中有 5 只实现了完全缓解（CR），且在肿瘤再攻击实验中仍能保持保护作用。
研究意义与展望
这项研究是细胞疗法领域的里程碑式突破。它首次实现了在活体动物体内对 T 细胞进行位点特异性的基因工程改造，彻底摆脱了传统 CAR-T 疗法依赖体外白细胞分离、细胞扩增和回输的复杂流程。
这一进展不仅将大幅降低细胞疗法的生产成本和治疗周期，还能避免体外培养过程中 T 细胞的分化和耗竭，显著提升治疗效果。同时，该技术的通用性使其能够快速适配不同的肿瘤靶点，为开发 "即插即用" 型的广谱细胞疗法铺平了道路。未来，随着临床转化研究的推进，体内重编程 T 细胞技术有望让 CAR-T 疗法从 "天价定制" 走向 "普惠大众"，为全球癌症患者带来新的希望。
参考文献：In vivo site-specific engineering to reprogram T cells. Nature. 2026 Mar 18. doi: 10.1038/s41586-026-10235-x. PMID: 41851456.
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