如果把人体微生态比作一座热闹的城市，测序技术就像一张“人口普查表”：它能告诉我们这里大概住着哪些细菌、比例如何、可能具备哪些功能。
但对于真正想开发益生菌的人来说，只知道“在哪里”还远远不够。我们还需要把目标细菌从复杂样本中分离出来，获得活的、可保存、可复苏、可验证的菌株。只有这样，后续的细胞实验、动物实验、机制研究、安全性评价和产品转化才有可能真正展开。
这正是培养组学要解决的问题。
图1 培养组学与测序技术互补：测序帮助我们看见菌群图谱，培养组学帮助我们获得可保存、可复苏、可验证的活菌资源。 什么是培养组学？
培养组学，英文为culturomics，可以简单理解为“用高通量、系统化、多条件的方式，把过去难以培养或容易被忽略的细菌尽可能培养出来的一种技术”。
传统微生物培养往往依赖少数几种培养基和人工挑菌，效率有限，也容易反复拿到生长最快、数量最多的那一批菌。培养组学则把培养这件事做得更系统：改变培养基、氧气条件、温度、营养浓度、抗生素或选择性压力、培养时间、分离方式，再结合 16S rRNA 测序、全基因组测序、质谱鉴定、菌落图像分析等技术，建立一套“从复杂样本到活菌资源库”的流程。
换句话说，培养组学不是回到过去的培养皿时代，而是把培养技术升级为一个高通量、数据化、可追踪的平台。
为什么有了测序，还需要培养？
过去二十年，16S rRNA 测序和宏基因组测序极大推动了微生态研究。它们让我们看见了口腔、肠道、泌尿生殖道等部位复杂而丰富的微生物群落。
但测序也有天然边界。
第一，测序通常告诉我们“DNA存在”，不一定代表这个细菌是活的、能稳定生长，或能在特定条件下发挥功能。
第二，低丰度菌、特殊生长需求菌、严格厌氧菌，可能在测序分析中被低估或遗漏。
第三，很多功能问题必须依赖活菌回答。例如：某株菌是否能抑制炎症？是否促进屏障修复？是否产生有益代谢物？是否具有抗病原菌能力？是否安全、稳定、可放大培养？
这些问题不能只靠序列推测。它们需要一株株活菌进入实验体系中接受验证。
因此，培养组学与测序并不是替代关系，而是互补关系：测序帮助我们看见整体图谱，培养组学帮助我们把其中有价值的细菌真正拿到手。
培养组学有什么优势？
培养组学最直接的价值，是扩大可培养细菌的边界。
一些研究显示，培养依赖方法和培养非依赖测序方法得到的细菌谱并不完全重叠。换句话说，测序看到的并不是全部，培养拿到的也不是全部。把两者结合起来，才能更接近微生态的真实面貌。
更重要的是，培养组学能把“菌群研究”推进到“菌株研究”。在同一个物种内部，不同菌株之间可能存在明显差异：有的更适合作为益生菌候选，有的可能携带不利基因，有的与宿主或其他微生物互作方式完全不同。益生菌开发最终面对的是具体菌株，而不是抽象的属名或物种名。
此外，培养组学还具有几个关键优势：
能获得活菌，用于功能验证和机制研究。
能建立可长期保存和复苏的菌株资源库。
能发现低丰度、难培养或此前未被充分研究的细菌。
能把菌落形态、生长特征、基因组信息和功能表型连接起来。
能为后续益生菌、后生元、菌群干预和精准微生态治疗提供候选资源。
2023 年发表在 Nature Biotechnology 的一项研究展示了培养组学走向自动化和智能化的潜力。研究团队利用自动化微生物成像与分离平台 CAMII，对 20 名健康人的粪便样本进行分析，筛选超过 10 万个菌落，获得 26,997 个分离株，覆盖了健康肠道中相当大比例的优势菌群。平台还利用菌落形态和机器学习指导挑菌，提高了获得多样化菌株的效率。
这说明，培养组学正在从“经验驱动”走向“数据驱动”。
一套常规的培养组学流程是怎样的？
培养组学看似是“培养细菌”，实际是一条从样本到功能菌株的完整链条。
图2 一套典型培养组学流程包括规范采样、多条件培养、挑菌纯化、菌株鉴定、菌库建设和功能筛选。
第一步，规范采集样本。
不同身体部位的微生态环境差异很大。口腔、肠道、泌尿生殖道中的氧气条件、营养来源、pH、黏膜环境和优势菌群都不相同。因此，样本采集、保存和转运必须尽量贴近细菌原本所处的环境。对肠道等富含厌氧菌的样本来说，减少氧暴露尤其重要。
第二步，设计多样化培养条件。
培养组学的核心不是“用一个培养基培养所有菌”，而是用一组条件尽可能打开不同细菌的生长窗口。例如使用富营养或低营养培养基、不同凝固剂、不同抗生素或选择压力、不同培养时间、不同厌氧程度，甚至通过热处理、酒精处理、过滤、稀释等方式富集特定类型细菌。
第三步，挑取和纯化菌落。
传统挑菌主要依赖人工观察，而新的培养组学平台可以结合菌落大小、颜色、密度、圆度、凸度等图像特征，选择形态差异更大的菌落，从而减少重复挑取同一类优势菌，提高菌库多样性。
第四步，菌株鉴定和基因组解析。
分离得到的菌株需要通过16S rRNA 测序、全基因组测序或质谱等方法确认身份。基因组数据还可以帮助判断菌株是否携带潜在风险基因、是否具有代谢功能、是否具备后续开发价值。
第五步，建立菌株资源库。
每一株菌都应当有清晰的来源、培养条件、鉴定结果、保存位置和复苏记录。一个高质量菌库不仅是“冰箱里的菌”，更是一个可检索、可追踪、可验证的数据资源。
第六步，功能筛选和转化评价。
这是益生菌筛选中最关键的一步。候选菌株需要进入细胞模型、类器官模型、动物模型或其他功能体系中，评估其抗炎、免疫调节、屏障保护、代谢调控、抑制病原菌、改善疾病表型等潜在作用。同时，还需要开展安全性、耐受性、稳定性、规模化培养和制剂适配等转化研究。
在科学研究和转化中，培养组学能做什么？
对于基础研究，培养组学提供了研究微生态功能的“实物基础”。
图3 活菌资源库连接菌群发现、机制研究、功能菌筛选和后续转化，是下一代益生菌开发的重要基础。
过去我们常常通过测序发现某类细菌与疾病、健康状态或治疗反应相关。但相关不等于因果。要进一步证明某株菌是否真的参与了疾病发生、免疫调节或代谢改变，就需要把它分离出来，在可控实验中验证。
对于益生菌开发，培养组学提供了候选菌株的源头。
传统益生菌多集中在乳酸菌、双歧杆菌等少数经典类群。但人体微生态中还存在大量值得研究的共生菌，例如与短链脂肪酸产生、黏膜免疫调节、病原菌竞争、药物代谢等相关的菌群成员。培养组学有机会把这些“潜在功能菌”从样本中分离出来，进入系统评价。
对于精准微生态干预，培养组学还能帮助我们从“通用益生菌”走向“场景化菌株组合”。
不同人群、不同身体部位、不同疾病背景下，需要的菌株可能并不相同。未来的微生态产品，可能不再只是单一菌株，而是由多株经过功能验证、安全评价和配伍优化的菌株组成。菌库越丰富，后续组合筛选和精准干预的空间就越大。
我们正在做什么？
我们目前关注的是：利用细菌培养组学这一高通量活菌分离技术，从正常人口腔、肠道、泌尿生殖道等部位分离细菌，建立来源清晰、信息完整、可持续扩展的人体共生菌资源库。
在此基础上，我们将结合细胞模型和动物模型，对分离菌株进行功能验证，筛选具有潜在益生作用的候选菌株。我们关注的不只是“分离到多少菌”，更关注每一株菌是否具有真实、可重复、可解释、可转化的功能价值。
从样本到菌库，从菌库到功能筛选，从功能筛选到机制研究和产品转化，培养组学为下一代益生菌开发提供了一条清晰路径。
未来，培养组学会走向哪里？
培养组学仍然在快速发展。
一、自动化。机器人挑菌、自动化液体处理、高通量测序和标准化数据库，将大幅提升菌株分离和管理效率。
二、智能化。机器学习可以根据菌落图像、基因组特征和既往培养数据，预测哪些菌落更值得挑取，哪些培养条件更适合目标菌。
三、多组学融合。宏基因组、代谢组、转录组、单细胞技术和培养组学结合后，有望更精准地定位目标菌、设计培养条件，并解释菌株功能。
四、转化应用。随着更多人体来源共生菌被分离、保存和验证，益生菌开发将从少数传统菌种拓展到更广阔的“人体共生功能菌”资源。
可以预见，未来的微生态研究不会只停留在“看见菌群”，而会越来越强调“获得菌株、理解功能、实现干预”。培养组学，就是连接这三件事的桥梁。
结语
人体微生态里还有许多尚未被充分认识的细菌。它们可能参与健康维持，也可能成为疾病干预的新入口。培养组学让我们有机会把这些细菌从复杂群落中分离出来，变成可研究、可验证、可开发的活菌资源。
我们希望通过这个公众号，持续分享培养组学、人体共生菌资源库、功能菌株筛选和益生菌转化相关的研究进展，也期待与临床、基础研究、转化医学、营养健康、妇幼健康、口腔健康、泌尿生殖健康及产业界伙伴开展合作。
从一株菌开始，理解微生态，也许就能打开健康干预的新可能。
参考文献
1. Huang Y, Sheth RU, Zhao S, et al. High-throughput microbial culturomics using automation and machine learning. Nature Biotechnology. 2023;41:1424-1433.
2. Chen L, An Y, Huang K, et al. Culturomics: Bringing culture back to the forefront for effective gastrointestinal bacterial capture. Animal Nutriomics. 2024;1:e12.
3. Lagier JC, Armougom F, Million M, et al. Microbial culturomics: paradigm shift in the human gut microbiome study. Clinical Microbiology and Infection. 2012;18(12):1185-1193.
4. Browne HP, Forster SC, Anonye BO, et al. Culturing of "unculturable" human microbiota reveals novel taxa and extensive sporulation. Nature. 2016;533:543-546.
5. Zou Y, Xue W, Luo G, et al. 1,520 reference genomes from cultivated human gut bacteria enable functional microbiome analyses. Nature Biotechnology. 2019;37:179-185.
热门跟贴