甲醇能从二氧化碳和生物质等多种来源制备，并且其在常温下为液态，储运比气态C1原料更加方便，但现有的微生物甲醇转化路线普遍面临碳流效率偏低和催化稳定性不足的问题。2026年7月18日，中国科学技术大学熊宇杰教授和高超教授团队在《自然·通讯》上发表了题为“Process-integrated engineered resting cells for biocatalytic production of rare natural sugars from sole methanol molecules”的研究论文。他们将人工设计的酶级联反应与静息细胞技术相结合，构建了一套以甲醇为唯一碳源、能够可定制化生产L-赤藓酮糖和L-山梨糖的生物催化平台。
研究团队设计了一条人工甲醛同化路径，整个通路包含甲醇氧化、过氧化氢清除和甲醛缩合三个功能模块。醇氧化酶在有氧条件下将甲醇转化为甲醛，同时反应中生成的过氧化氢被过氧化氢酶及时分解为水和氧气，这样就能避免过氧化氢对体系中其他酶组分造成氧化损伤。人工甲醛缩合酶催化三分子甲醛缩合为二羟丙酮，而经过A129S点突变的果糖-6-磷酸醛缩酶则催化二羟丙酮与另一分子甲醛发生立体选择性羟醛加成，最终生成四碳的L-赤藓酮糖。游离酶体系的测试结果显示，50毫摩尔甲醛经过Fls和FsaA129S联合催化1小时后，L-赤藓酮糖的产量达到了7.78毫摩尔，对应的转化率为63%。不过当甲醇浓度提高到500毫摩尔时，圆二色光谱分析发现Fls和FsaA129S的α螺旋含量出现了下降，并且无规卷曲的比例明显上升，这说明高浓度的甲醇对游离酶的二级结构产生了显著的扰动。
为了改善酶组分对甲醇的耐受性，研究团队将上述人工通路导入大肠杆菌静息细胞中，并在敲除了甲醛脱氢酶基因frmA的基础上过表达了Fls和FsaA129S，构建了工程菌株E. coli ΔfrmA FA。在100毫摩尔甲醛作为底物的条件下，该静息细胞在2小时内产出了12.16毫摩尔的L-赤藓酮糖，转化率达到了48%。当体系中含有250毫摩尔甲醇时，工程静息细胞仍然保留了96%的催化活力，而游离酶体系在同样条件下则出现了严重的活性衰减。循环使用实验的结果进一步体现了静息细胞的优势——经过3轮反应后静息细胞的活性仍维持在83%，5轮之后还有约50%的活力，游离酶体系在第3轮反应结束时就已经完全丧失了催化能力。研究团队还通过转录组和代谢组分析探索了其中的机制，甲醇处理显著上调了大肠杆菌中氧化应激相关基因的表达，同时细胞内NAD的水平有所升高并且与磷脂酰乙醇胺的代谢呈现出正相关关系，这些变化共同帮助维持了细胞膜的完整性并支撑了胞内代谢网络的稳定运转。
基于上述发现，研究团队将两部分反应整合为两阶段级联系统，先由游离的醇氧化酶和过氧化氢酶在体外将甲醇氧化为甲醛，再将含有甲醛的反应液供给E. coli ΔfrmA FA静息细胞，由胞内的Fls和FsaA129S接力完成后续的碳链延伸和产物合成。从500毫摩尔甲醇出发，该系统合成L-赤藓酮糖的产率达到了350毫克每克甲醇，对应的甲醇转化率为37%。¹³C同位素示踪实验的结果表明，产物中84.03%的L-赤藓酮糖分子被完全标记，其中91.32%的碳原子直接来源于¹³C-甲醇。代谢流分析发现部分甲醇来源的甲醛通过磷酸甘油醛等中间代谢物进入了糖酵解途径和三羧酸循环，但由于静息细胞本身处于生长停滞状态，碳流主要流向了目标产物而不是细胞生物量的合成。通过调整静息细胞内表达的酶组合，该平台的底物范围还可以拓展到其他稀有糖的生产——将表达不同人工通路的静息细胞按2:1的比例混合后，团队从甲醇出发在24小时内获得了5.37毫摩尔的L-山梨糖。这套技术方案为C1原料向高值化学品的绿色转化提供了一个可编程、易于放大并且稳定性优良的通用平台。
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