Cell：华人团队开发时空可控的CRISPR系统，实现完全无创的体内局部基因编辑|cell|crispr|无创|特异性|细胞

撰文丨王聪

编辑丨王多鱼

排版丨水成文

时空可控的CRISPR-Cas 系统将非常有利于将基因编辑限制在体内特定的时间和位置。理想情况下，该系统应能通过腺相关病毒（AAV）实现对特定组织或细胞类型的靶向递送，并可在体外进行调控。

然而，目前尚未实现通过单个 AAV 载体递送可调控的 CRISPR-Cas 系统，也未实现其在深层组织中的无创激活。

一项最新发表的Cell论文，突破了上述两个局限，该论文题为：Non-invasive control of gene editing in vivo by photoswitchable Cas12f and focused ultrasound，斯坦福大学Michael Z. Li、洪国松为论文共同通讯作者。

远程激活单AAV递送的光控 Cas12f 系统，可在无需手术或植入装置的情况下，实现对深部组织基因编辑的精确时空调控。

该研究设计了紧凑型光控 Cas12f 蛋白——psCas12f，使其能够与 sgRNA 共同封装于单个 AAV 载体中，然后利用聚焦超声（FUS）和机械发光颗粒在体内激活 psCas12f，从而实现精确的时空控制。

研究团队证明，AAV 递送的 psCas12f 联合 FUS，可在小鼠中靶向骨骼肌、肝脏和大脑等特定区域以成功实现基因编辑，从而提出了一种完全无创的体内局部基因编辑通用方法。

在体内实现 CRISPR-Cas 系统的时空调控，对于将基因编辑限制在特定位置并最大限度减少脱靶效应，具有重要意义。将可控的 CRISPR-Cas 系统递送至体内不同部位，并在不引入侵入性元件的情况下于深层组织中激活该系统，是一项尚未解决的重大挑战。

腺相关病毒（AAV）因其无致病性、对宿主基因组整合极少、能够通过细胞类型特异性启动子实现长期外源基因表达，以及可通过进化优化以增强特定组织的转导效率，成为基因递送的理想载体。然而，AAV 在 CRISPR-Cas 系统中的应用受到其包装容量限制的影响，即反向末端重复序列（ITR）之间仅能容纳约 4.5 kb 的 DNA 片段。这一限制使得基于最常用的 SpCas9（4.1 kb）或稍小的 SaCas9（3.2 kb）构建的可调控 CRISPR-Cas 变体难以有效递送。当添加调控结构域时，所形成的编码蛋白序列、启动子及 sgRNA 序列通常会超过 AAV 的包装上限。虽然可以将组件分装于两个不同的 AAV 载体中，但只有同时获得两种载体的细胞才能生成有活性的 CRISPR-Cas 分子，这不仅降低了基因编辑效率，也使递送过程更加复杂。

CRISPR-Cas 时空调控的另一个特殊挑战在于，光是目前唯一可用于蛋白质功能空间控制的手段，但光在体内深层组织中的传递会受到散射和吸收的阻碍。然而，植入光学元件或嵌入式发光装置不仅操作繁琐，还会造成组织损伤，从而限制了小鼠生理学研究，并阻碍了光控 CRISPR 系统的治疗应用。

在这项最新研究中，研究团队采用结合蛋白质工程与材料科学的多方面策略，解决了利用腺相关病毒（AAV）递送可控型 CRISPR-Cas 系统，并在深层组织中实现无创调控的系列难题。

为构建可通过 AAV 递送的光控 CRISPR-Cas 系统，利用可光解离的二聚体 Dronpa（pdDronpa）绿色荧光蛋白，对多种紧凑型 Cas12f 蛋白进行了改造，设计出单链光开关型 Cas12f 蛋白——psCas12f 蛋白。

为实现无创的空间-时间控制，我们采用聚焦超声（FUS）刺激机械发光纳米换能器（MLNT），在体内特定位置产生光信号。将 AAV 介导的 psCas12f 蛋白与 FUS 诱导的 MLNT 发光相结合，成功实现了在小鼠骨骼肌、肝脏和大脑等特定靶向区域的基因编辑，从而建立了一种适用于体内基因编辑无创时空调控的通用方法。