2025年12月9日，中国药科大学熊晶、宁夏医科大学总医院郭乐及苏州大学附属第二医院俞蕴莉团队在代谢领域权威期刊Metabolism（中科院1区，IF=11.9）在线发表题为 “FAM83A acts as an amplifier for lipogenic signaling to facilitate the pathogenesis of metabolic dysfunction-associated steatohepatitis” 的研究论文。
该研究聚焦代谢功能障碍相关脂肪性肝炎（MASH）进展过程中脂质合成异常放大的关键机制，围绕FAM83A如何响应胰岛素刺激，并通过结合RAF1激活ERK信号通路，促进脂肪酸和胆固醇生物合成，进而推动肝脏脂质沉积、炎症反应和纤维化展开系统研究。研究发现，FAM83A主要表达于肝细胞，并在MASH小鼠模型及临床患者肝组织中显著上调；肝细胞特异性敲除FAM83A可减轻肝脂肪变性、炎症和纤维化，而其过表达则显著加重MASH病理进程。该研究揭示了FAM83A作为脂质生成信号“放大器”驱动MASH发生发展的新机制，为靶向FAM83A-RAF1/ERK轴干预MASH及代谢性血脂异常提供了新的潜在治疗策略。
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【摘要】
背景与目的：代谢功能障碍相关脂肪性肝病（MAFLD）及其更严重的表现形式——代谢功能障碍相关脂肪性肝炎（MASH），与脂质代谢紊乱密切相关。尽管表皮生长因子受体（EGFR）下游信号通路，包括细胞外信号调节激酶（ERK）和原癌基因丝氨酸/苏氨酸激酶RAF1，在MASH进展过程中呈现增强激活状态，但其在驱动MASH发生发展中的具体作用及潜在机制仍未得到充分阐明。
方法：本研究开展了综合转录组学分析，以鉴定参与MAFLD发生发展的关键基因。构建肝细胞特异性敲低或过表达FAM83A的小鼠模型，并分别给予高脂饮食（HFD）8周或14周，以模拟单纯性脂肪变性（MAFL）和MASH；同时采用胆碱缺乏高脂饮食（CDAHFD）加速MASH进展。
结果：FAM83A被认为是EGFR下游可激活ERK信号通路的效应分子，主要表达于肝细胞，并在动物模型和临床患者的MASH发生发展过程中上调。肝细胞特异性敲除FAM83A可延缓MASH进展，并减轻肝脏炎症和纤维化。相反，FAM83A过表达会加重MASH病理改变，表现为脂质堆积、炎症和纤维化增加。机制上，胰岛素可诱导FAM83A的转录表达，而FAM83A可与RAF1发生物理结合，增强RAF1磷酸化及后续ERK信号激活。此外，RAF1抑制剂索拉非尼或ERK抑制剂PD98059处理可显著抑制FAM83A介导的脂质合成相关基因表达上调及脂质生成。
结论：FAM83A通过与RAF1相互作用激活ERK信号，从而促进脂肪酸和胆固醇生物合成，并推动MASH发生发展。靶向该信号轴可能为MASH及代谢性血脂异常提供潜在治疗策略。
01
研究背景及科学问题
代谢功能障碍相关脂肪性肝病（MAFLD）曾被称为非酒精性脂肪性肝病（NAFLD），是全球最常见的慢性肝病，并预计到2030年将成为肝移植的首要适应证。MAFLD疾病谱从单纯性脂肪肝（MAFL）发展至代谢功能障碍相关脂肪性肝炎（MASH），后者以肝细胞损伤、炎症和纤维化为主要特征。目前已有的MASH治疗选择仍存在明显不良反应。因此，阐明MAFLD的发病机制对于识别新的治疗靶点至关重要。
MAFL/MASH的一个重要特征是从头脂质生成（DNL）上调，其标志是限速酶乙酰辅酶A羧化酶（ACC）和脂肪酸合酶（FASN）的表达升高。ACC可将乙酰辅酶A羧化生成丙二酰辅酶A，而FASN则将丙二酰辅酶A延长形成脂肪酸链。DNL激活与肝脏葡萄糖摄取增加及胰岛素抵抗发生密切相关，并进一步加剧MAFL/MASH进展。过度DNL还会在胰岛素抵抗与脂毒性之间形成恶性循环，驱动肝脏炎症、肝星状细胞活化和纤维化，从而加速MAFLD/MASH进展。药理性抑制DNL可在MASH模型中减轻脂肪变性、肝细胞气球样变和纤维化。尽管ACC抑制剂和FASN抑制剂在临床试验中显示出降低肝脏脂肪变性和纤维化的潜力，但目前尚无相关药物获批用于MASH治疗，这凸显了进一步深入解析DNL调控机制的必要性。
多条信号通路参与MASH发生发展，包括调控脂质/葡萄糖稳态的GLP1、mTOR和PPAR通路，调控细胞增殖和凋亡的STAT和TGF-β通路，以及参与炎症反应的TRAF6-ASK1和NF-κB通路。PI3K-AKT-mTOR和MAPK级联通路位于EGFR激活的下游，并可通过刺激关键脂质合成酶表达促进MASH发生过程中的肝脏脂质生成。其中，MAPK通路RAF1/ERK分支在MASH中的作用仍 largely 尚未被深入探索。
FAM83A是序列相似性83（FAM83）家族成员，是一种新兴的致癌靶点，参与多种信号级联反应，近期也被发现与脂肪细胞分化相关。EGFR激活的FAM83A与RAF1和PI3K相关，可驱动下游MEK/ERK通路激活，这被认为是FAM83A介导癌变及EGFR抑制剂耐药的重要机制之一。FAM83A还可结合酪蛋白激酶1（CK1），调控线粒体外膜通透性。本研究通过分析转录组学数据集，发现FAM83A在MAFL/MASH进展过程中持续上调。进一步利用肝脏特异性FAM83A敲除和过表达小鼠模型，本研究探讨其在MAFLD发病机制中的作用，并提出FAM83A可能通过增强EGFR驱动的信号通路加重该疾病。
02
重要发现及亮点
3.1 Fam83a是MAFL和MASH肝脏中上调的基因
首先，本研究采用稳健秩聚合（RRA）分析整合并排序来自6个小鼠MAFLD GEO数据集的差异表达基因，分别获得了MAFLD肝脏中上调和下调基因的排序列表，并展示了排名前15位的基因（图1A）。作为MAFLD发病过程中预测的重要因素，本研究通过DESeq2对上述6个数据库进行生物信息学分析，并提取Fam83a的RNA表达水平。结果显示，在MAFL或MASH小鼠肝脏中，Fam83a表达显著上调（图1B–G）。此外，研究将MAFL和MASH转录组学数据转换为TPM并进行合并，随后鉴定差异表达基因并开展KEGG功能富集分析（图1H）。结果显示，Fam83a在MAFL肝脏中显著升高，并在MASH肝脏中进一步放大（图1I）。Fam83a表达变化与MASH发生过程中炎症、纤维化和代谢相关经典基因的变化趋势相一致（图1H）。同时，对ob/ob糖尿病小鼠肝脏的差异基因分析也显示Fam83a显著上调（图1J）。这些数据表明，FAM83A与MAFLD的起始和进展密切相关。
随后，为验证FAM83A在HFD诱导MAFLD小鼠肝脏中的表达升高，研究给予野生型小鼠连续12周高脂饮食。肝脏H&E染色显示，HFD组肝细胞核大小不一，脂肪空泡增加，并出现小叶炎症，表现为NAFLD活动性评分（NAS）升高（图1K左，图1L）。油红O染色显示，与对照组相比，HFD组脂肪堆积更加明显（图1K右，图1M）。qRT-PCR和Western blot分析显示，HFD诱导的MAFLD小鼠肝脏中FAM83A的mRNA和蛋白表达均升高（图1R）。这些结果表明，在MAFLD建立过程中，随着肝脏脂肪堆积增加，FAM83A表达也显著升高。
为进一步确认FAM83A在MASH这一MAFLD更严重阶段中的表达升高，研究给予野生型小鼠连续10周CDAHFD饮食。与对照组相比，CDAHFD喂养小鼠的肝组织H&E染色和油红O染色显示脂肪堆积和NAS评分增加（图1N左及中，图1O–P）。同时，天狼星红染色显示模型组出现明显纤维化（图1N右，图1Q）。qRT-PCR和Western blot分析显示，CDAHFD诱导的MASH小鼠肝脏中FAM83A表达同样升高（图1R）。
进一步研究FAM83A在不同肝脏细胞类型中的表达情况。研究利用AMLN饮食诱导MASH模型的单细胞RNA测序数据集分析MASH发生过程中Fam83a的细胞来源。结果显示，与普通饮食相比，Fam83a在MASH肝脏中明显升高，尤其富集于肝细胞相关细胞簇（图1S）。随后，研究分离小鼠原代肝细胞（MPH）和非实质细胞（NPC），并检测FAM83A表达，同时检测HSC标志物DESMIN和肝细胞标志物HNF4α（图1U）。结果显示，HNF4α富集于MPH部分，DESMIN富集于NPC部分；与NPC相比，FAM83A在MPH中表达更高，并在MASH发生过程中进一步增强（图1T–U）。为建立临床相关性，研究分析了包含健康和不同阶段MASH活检样本的临床患者数据集，发现FAM83A主要表达于肝细胞（图1V）。通过收集和分析临床患者肝穿刺活检样本，研究进一步证实，与健康对照相比，MASH患者肝脏FAM83A表达上调（图1W）。这些结果表明，FAM83A主要表达于肝细胞，并在人体患者和小鼠模型的MASH发生过程中显著上调。
图1 饮食诱导MAFLD小鼠模型和ob/ob模型中肝脏FAM83A表达升高。
（A）采用稳健秩聚合分析小鼠MASH模型中差异表达基因的热图。红色表示上调，蓝色表示下调。（B–G）GEO数据集中MAFLD模型肝脏Fam83a基因表达。（H）利用GSE199121（MAFL）和GSE189066（MASH）数据集，通过DESeq2鉴定差异表达基因，并采用KEGG进行功能富集分析。（I）GSE199121（MAFL）和GSE189066（MASH）数据集中Fam83a基因变化的TPM分析。（J）小鼠ob/ob模型中差异mRNA表达火山图。（K–M）小鼠高脂饮食喂养12周。肝组织H&E染色（比例尺：100 μm）和油红O染色（比例尺：100 μm）（K）、NAS评分（L）及脂滴面积定量分析（M）。（N–Q）小鼠CDAHFD喂养10周。肝组织H&E染色（比例尺：100 μm）、油红O染色（比例尺：100 μm）和天狼星红染色（比例尺：20 μm）（N）、脂滴面积定量分析（O）、NAS评分（P）及天狼星红阳性面积（Q）。（R）HFD和CDAHFD模型中肝脏FAM83A蛋白和mRNA表达。HFD（n=7），CDAHFD（Ctrl：n=7；CDAHFD：n=9）。（S）基于AMLN饮食诱导MASH小鼠模型单细胞RNA测序分析的Fam83a细胞类型富集情况。（T–U）HFD喂养8周后，小鼠原代肝细胞（MPH）和非实质细胞（NPC）中Fam83a mRNA（T）和蛋白（U）表达。（V）基于涵盖健康及4个阶段MASH活检样本的临床患者单细胞RNA测序分析，展示FAM83A的细胞类型表达谱。（W）与健康对照相比，人MASH患者肝脏FAM83A蛋白表达。数据以均值±SEM表示。p>0.05表示无显著差异，*p<0.05，**p<0.01；采用双侧Student’s t检验。
3.2 肝脏特异性敲除FAM83A减轻MASH进
为研究FAM83A对MASH发病过程的影响，本研究通过向Cas9fl/fl敲入小鼠尾静脉注射表达靶向Fam83a特异性sgRNA的重组AAV8，构建肝细胞特异性FAM83A敲除（LKO）小鼠，并给予HFD喂养不同时间，以分别模拟MAFLD早期或晚期阶段（图2A）。Western blot结果显示，肝脏特异性敲除小鼠中FAM83A表达低于对照小鼠，验证了敲除效率（图2B）。LKO小鼠血糖降低（图2C），腹股沟白色脂肪组织/体重比下降，而肝重/体重比未见显著差异（图2D）。与对照组相比，FAM83A缺失8周后，小鼠肝组织H&E和油红O染色显示NAS评分及脂肪空泡显著减少（图2E–G）。LKO小鼠血清和肝脏TG/TC水平降低（图2H–J），与极低密度脂蛋白（VLDL）组装相关基因Mttp和Apo100b下调一致（图2K）。腹腔葡萄糖耐量试验也提示，肝脏FAM83A缺失小鼠葡萄糖利用增强（图2L），与血糖水平降低相一致（图2D）。此外，血清ALT和AST水平降低提示肝损伤减轻（图2M）。在MAFLD过程中，FAM83A缺失特异性降低脂肪酸合成基因（Fasn）、胆固醇合成基因（Hmgcr、Ldlr和Srebp2）以及HSC活化相关基因（Timp1、Mmp13和Acta2）的mRNA表达（图2N–O）。这些结果说明，FAM83A缺失可改善MAFL。
当HFD喂养延长至14周时，LKO小鼠同样表现出脂肪堆积减少、NAS评分降低、纤维化减轻以及血清ALT/AST下降（图2P–S），并伴随肝脏Acta2、Mmp13、Timp1和Col1a1表达受到抑制（图2T）。Western blot分析显示，在MASH发生过程中，FAM83A缺失抑制了胆固醇合成相关蛋白（SREBP1激活、HMGCR和LDLR）以及脂肪酸合成相关蛋白FASN的表达（图2U）。这些数据表明，肝脏特异性敲除FAM83A可通过抑制脂肪酸和胆固醇合成，减轻肝脏脂肪变性和纤维化。
进一步地，研究给予FAM83A LKO小鼠CDAHFD喂养7周，以模拟MASH发生过程（图3A）。Western blot结果确认小鼠肝脏中FAM83A被有效破坏（图3B–C）。结果显示，肝重/体重比未见明显差异，腹股沟白色脂肪组织/体重比和血糖略有升高（图3D–F）。LKO小鼠血清及肝脏TG/TC降低，同时血清ALT和AST下降，提示肝损伤减轻（图3G–I）。与对照组相比，FAM83A缺失小鼠肝组织H&E、油红O和天狼星红染色显示脂肪堆积、NAS评分和纤维化显著降低（图3J–K）。为进一步阐明肝脏特异性敲除FAM83A对CDAHFD诱导MASH模型肝纤维化的影响，研究对活化HSC分泌的蛋白聚糖decorin（DCN）进行了免疫荧光染色（图3L）。DCN积累减少与HSC活化相关基因Timp1、Mmp13和Col1a1下调一致。此外，肝细胞FAM83A缺失还特异性降低脂肪酸转运相关基因Fabp4和Fatp1表达（图3O）。这些结果提示，肝脏特异性FAM83A缺失可减轻CDAHFD诱导MASH模型中的肝纤维化。
图2 肝脏特异性敲除FAM83A减轻HFD诱导的MASH发生。
（A）HFD喂养小鼠模型示意图。（B）Western blot分析肝脏FAM83A蛋白表达（以β-ACTIN归一化）（n=3）。（C）HFD喂养8周小鼠血糖（Ctrl：n=6；LKO：n=8）。（D）HFD喂养8周小鼠腹股沟白色脂肪组织/体重比（左）和肝重/体重比（右）（Ctrl：n=6；LKO：n=8）。（E）HFD喂养8周小鼠腹股沟白色脂肪组织H&E染色（比例尺：200 μm）、肝组织H&E染色（比例尺：20 μm）及肝组织油红O染色（比例尺：20 μm）。（F）HFD喂养8周小鼠肝组织脂滴面积定量分析（n=4）。（G）HFD喂养8周小鼠肝组织NAS评分（n=3）。（H）HFD喂养8周小鼠肝脏TC和TG水平（Ctrl：n=6；LKO：n=8）。（I–J）HFD喂养8周小鼠血清TC和TG水平（Ctrl：n=6；LKO：n=8）。（K）qRT-PCR分析HFD喂养8周小鼠肝脏Mttp和Apo100b mRNA表达（n=6）。（L）HFD喂养12周时葡萄糖耐量试验（n=6）。（M）HFD喂养8周小鼠血清ALT和AST水平（Ctrl：n=6；LKO：n=8）。（N）qRT-PCR分析HFD喂养8周小鼠肝脏脂质代谢相关基因mRNA表达（n=5）。（O）qRT-PCR分析HFD喂养8周小鼠肝脏纤维化相关基因mRNA表达（n=6）。（P）HFD喂养14周小鼠肝组织H&E染色（比例尺：50 μm）和天狼星红染色（比例尺：100 μm）。（Q）HFD喂养14周小鼠肝组织NAS评分（n=3）。（R）HFD喂养14周小鼠天狼星红阳性面积（n=4）。（S）HFD喂养14周小鼠血清ALT和AST水平（n=6）。（T）qRT-PCR分析HFD喂养14周小鼠肝脏纤维化相关基因mRNA表达（n=5）。（U）HFD喂养14周小鼠肝脏脂质代谢相关蛋白表达（n=4）。数据以均值±SEM表示。p>0.05表示无显著差异，*p<0.05，**p<0.01；采用单因素方差分析并进行Bonferroni多重比较。
图3 肝脏特异性敲除FAM83A改善CDAHFD诱导MASH模型中的肝脂肪变性和纤维化。
（A）CDAHFD喂养小鼠模型示意图。（B–C）Western blot分析肝脏FAM83A蛋白表达（n=3）。（D–I）血糖（D）、肝重/体重比（E）、腹股沟白色脂肪组织/体重比（F）、血清ALT/AST（G）、血清TC/TG（H）及肝脏TC/TG（I）（n=7）。（J）肝组织H&E染色（比例尺：100 μm）、油红O染色（比例尺：100 μm）和天狼星红染色（比例尺：200 μm）。（K）NAS评分、天狼星红阳性面积和脂滴面积定量分析（n=3）。（L–M）肝组织切片DCN免疫荧光染色（L）及定量分析（M）（比例尺：100 μm；n=3）。（N–O）qRT-PCR分析肝脏纤维化相关基因（N）和代谢相关基因（O）mRNA表达（n=7）。数据以均值±SEM表示。p>0.05表示无显著差异，*p<0.05，**p<0.01；采用单因素方差分析并进行Bonferroni多重比较。
3.3 肝脏特异性过表达FAM83A加重MASH进展
为进一步确认FAM83A对MASH发病过程的影响，研究向野生型小鼠注射AAV以诱导肝细胞特异性过表达FAM83A，随后给予HFD喂养15周（图4A）。与对照小鼠相比，肝脏特异性过表达小鼠肝脏中FAM83A表达更高，验证了过表达效率（图4B–C）。结果显示，与对照组相比，FAM83A肝脏特异性过表达小鼠体重及腹股沟白色脂肪组织/体重比增加，而肝重/体重比和血糖未发生显著变化（图4D–F）。血清和肝脏TC/TG以及血清ALT/AST水平均升高（图4G–I），同时NAS评分、脂滴面积和纤维化面积增加（图4J–M）。此外，FAM83A还增加了浸润巨噬细胞数量并诱导更明显的HSC活化，表现为F4/80和DCN免疫染色增强（图4N–O）。FAM83A过表达还上调肝脏纤维化相关基因Timp1和Mmp13，以及脂肪酸合成基因Acly（图4P–Q）。这些数据提示，FAM83A通过加重肝脏脂肪变性、炎症和纤维化，恶化HFD诱导的MAFLD。
随后，研究给予肝细胞特异性FAM83A过表达小鼠CDAHFD喂养7周（图5A）。结果证实，小鼠肝脏中FAM83A表达上调（图5B–C）。尽管FAM83A未影响肝重、脂肪组织重量和血糖（图5D–F），但FAM83A过表达小鼠血清ALT/AST、TC/TG以及肝脏TG均升高（图5G–I）。纤维化相关基因Timp1和Acta2表达上调，与巨噬细胞标志物F4/80和HSC标志物DCN免疫染色增强相一致，说明FAM83A促进肝纤维化和炎症（图5J–K）。此外，FAM83A功能获得组中脂肪空泡、脂滴以及纤维化均显著增加（图5L）。这些数据提示，肝脏特异性过表达FAM83A可在MASH进展过程中加重肝纤维化和炎症。
图4 肝脏特异性过表达FAM83A加重HFD诱导的MASH发生。
（A）HFD喂养15周小鼠模型示意图。（B）Western blot分析肝脏FAM83A蛋白表达（n=4）。（C）肝组织中Fam83a相对mRNA表达（Ctrl：n=5；FAM83A：n=6）。（D–I）体重（D）、血糖（E）、肝重/体重比和脂肪组织/体重比（F）、血清TC/TG（G）、肝脏TC/TG（H）及血清ALT/AST（I）（Ctrl：n=5；FAM83A：n=6）。（J–L）肝组织H&E染色（J）、天狼星红染色（K）和油红O染色（L）（比例尺：100 μm）。（M）NAS评分（n=3）、天狼星红阳性面积（n=6）及脂滴面积（n=7）定量分析。（N–O）肝组织切片中F4/80和DCN免疫荧光染色及定量分析（比例尺：50 μm；n=3）。（P–Q）肝脏脂质合成相关基因（P）和纤维化相关基因（Q）相对mRNA表达（Ctrl：n=5；FAM83A：n=6）。数据以均值±SEM表示。p>0.05表示无显著差异，*p<0.05，**p<0.01；采用双侧Student’s t检验。
图5 肝脏特异性过表达FAM83A恶化CDAHFD诱导的MASH进展。
（A）CDAHFD喂养7周小鼠模型示意图。（B–C）Western blot和qRT-PCR分析肝脏FAM83A蛋白（B；n=6）和mRNA（C；n=8）表达。（D–F）血糖（D）、肝重/体重比（E）和脂肪组织/体重比（F）（n=8）。（G）血清ALT/AST水平（n=8）。（H–I）血清TC/TG水平（H）和肝脏TC/TG含量（I）（n=8）。（J）qRT-PCR分析肝脏纤维化相关基因mRNA表达（n=7）。（K）肝组织切片中DCN（左）和F4/80（右）免疫荧光染色及定量分析（比例尺：50 μm；n=3）。（L）肝组织切片油红O染色（比例尺：100 μm）和天狼星红染色（比例尺：200 μm）及定量分析（n=4）。数据以均值±SEM表示。p>0.05表示无显著差异，*p<0.05，**p<0.01；采用双侧Student’s t检验。
3.4 FAM83A响应胰岛素处理并在体外刺激肝细胞脂质生成
常见代谢病知识门户（CMDKP）可用于探索遗传数据与疾病过程之间的关系。因此，本研究利用该平台分析FAM83A表达与常见代谢疾病之间的关联。结果发现，FAM83A主要与糖脂代谢相关，包括TG水平、胰岛素抵抗和2型糖尿病，提示FAM83A与代谢紊乱之间存在联系（图6A）。因此，研究采用不同浓度胰岛素（100、200或400 nM）处理AML12细胞。结果证实，FAM83A蛋白表达随胰岛素处理呈浓度依赖性显著升高（图6B）。
为进一步探究胰岛素诱导FAM83A上调的调控机制，研究检测胰岛素信号是否调控其转录。胰岛素刺激后，Fam83a mRNA水平显著升高，而RNA聚合酶II抑制剂放线菌素D处理可显著削弱这一升高（图6C）。一致地，放线菌素D或蛋白合成抑制剂环己酰亚胺均可减弱胰岛素诱导的FAM83A蛋白上调（图6D）。这些结果表明，胰岛素通过依赖基因转录且需要新生蛋白合成的机制促进FAM83A表达。随后，研究在AML12细胞中开展FAM83A功能获得或功能缺失实验（图6E）。
为进一步验证FAM83A对脂质合成的影响，研究检测了参与脂肪酸和胆固醇合成的相关蛋白表达。结果显示，敲低FAM83A可降低胆固醇合成相关蛋白LDLR、HMGCR以及脂肪酸合成相关蛋白FASN、ACC1表达（图6F），而FAM83A过表达则使这些蛋白表达升高（图6G）。此外，对FAM83A过表达或敲低的AML12细胞给予300 μM油酸处理，并采用油红O染色检测细胞内脂质堆积。结果显示，与对照细胞相比，FAM83A可增加脂滴数量和大小（图6H–J）。作为已知的脂质生成刺激因子，EGF（50 ng/mL）处理AML12细胞后，采用Bodipy染色检测脂滴。结果显示，EGF可刺激脂滴形成，而这一作用在FAM83A敲低细胞中被显著减弱（图6K）。这些数据提示，FAM83A可响应胰岛素信号，并进一步促进脂质生物合成。
图6 FAM83A通过促进脂质合成基因表达刺激肝细胞脂质堆积。
（A）CMDKP网站中FAM83A常见变异与相关表型的横向基因关联分析。TG：甘油三酯；LFR：腿部脂肪比例；Incr30：口服葡萄糖耐量试验30 min胰岛素增量；AUCins：胰岛素曲线下面积；TFR：躯干脂肪比例；nonHDL：非高密度脂蛋白胆固醇；Ins30adjBMI：经BMI校正的口服葡萄糖耐量试验30 min胰岛素；SevereDKD：重度糖尿病肾病；UACR_DM：糖尿病受试者尿白蛋白/肌酐比值；CIR：校正胰岛素反应；ISen：胰岛素敏感性；lateDKD_T2D：2型糖尿病晚期糖尿病肾病；ISI：Matsuda胰岛素敏感性指数。（B）分别采用不同浓度胰岛素（0、100、200、400 nM）处理AML12细胞，并分析FAM83A表达。（C）胰岛素（400 nM）和放线菌素D（ActD；5 μg/mL）处理后Fam83a相对mRNA表达。（D）在环己酰亚胺（CHX，30 μg/mL）或ActD（5 μg/mL）存在条件下，胰岛素（400 nM）处理AML12细胞后FAM83A蛋白的Western blot分析。（E）通过蛋白表达水平确认FAM83A在AML12细胞中成功敲低或过表达。（F–G）FAM83A敲低或过表达后，AML12细胞中胆固醇合成相关蛋白（LDLR、HMGCR）和脂肪酸合成相关蛋白（FASN、ACC1）的表达。（H）FAM83a过表达（左）或敲低（右）的AML12细胞经300 μM油酸（OA）处理后进行油红O染色（比例尺：100 μm）。（I–J）FAM83A过表达细胞（I）（n=3）和FAM83A敲低细胞（J）（n=4）中脂滴面积定量分析。（K）FAM83A敲低的AML12细胞经EGF（50 ng/mL）处理后进行Bodipy染色（比例尺：50 μm）。数据代表至少三次独立实验。
3.5 FAM83A与RAF1发生物理相互作用并激活ERK信号，从而增强脂质生成
FAM83A作为一种潜在肿瘤治疗靶点，可调控包括EGFR和MAPK在内的多条信号通路，并在多种恶性肿瘤的发生和耐药中上调并发挥重要作用。因此，本研究采用EGF（50 ng/mL）处理AML12细胞，并在FAM83A过表达或敲低条件下检测磷酸化MAPK底物。结果显示，FAM83A过表达增加了关键MAPK信号组分的磷酸化水平（图7A），而FAM83A敲低则显著降低EGF处理诱导的这些磷酸化蛋白水平（图7B）。
鉴于已有研究显示，在EGF处理条件下，内源性FAM83A可与RAF1和PI3K p85亚基相互作用，并激活下游MEK/ERK通路，因此本研究在检测MAPK信号组分（P-ERK、P-P38、P-JNK）的同时，也评估了Akt信号通路激活及RAF1磷酸化水平。值得注意的是，FAM83A特异性升高P-ERK/ERK和P-RAF1/RAF1信号（图7C–D）。与此一致，体内FAM83A过表达或缺失分别特异性激活或减弱P-ERK和P-RAF1水平，而对P-AKT及其他MAPK下游效应分子（P-JNK或P-P38）未产生显著且一致的影响（图7E–F）。这些发现促使研究进一步聚焦于阐明FAM83A调控RAF1/ERK信号通路的机制。
随后，考虑到RAF1在P-ERK信号激活中的作用，研究探索了FAM83A与RAF1之间的物理相互作用。分子对接证实FAM83A可与RAF1结合，提示FAM83A中的K216、N217、E280、D283和R287，以及RAF1中的Q520、N553和R563参与结合界面（图7G）。同时，研究在HEK293T细胞中转染FAM83A-FLAG，并证实FAM83A与RAF1之间存在相互作用（图7H–I）。为进一步验证该相互作用，研究在AML12细胞中进行内源性免疫沉淀分析，发现FAM83A可与总RAF1蛋白和磷酸化RAF1发生蛋白-蛋白相互作用（图7J–L）。这些结果为FAM83A与RAF1之间存在物理结合提供了有力证据。
图7 FAM83A与RAF1发生物理相互作用并激活EGFR介导的RAF1-ERK信号轴。
（A–B）在有或无EGF处理（50 ng/mL）条件下，采用特异性抗体检测FAM83A过表达（A）或敲低（B）的AML12细胞中P-MAPK底物。数据代表至少三次独立实验。（C–D）检测FAM83A过表达（C）或敲低（D）的AML12细胞中RAF1和MAPK信号通路。数据代表至少三次独立实验。（E–F）检测HFD喂养15周（OE）或14周（LKO）小鼠肝组织中RAF1和MAPK信号通路。数据以均值±SEM表示（n=4）。*p<0.05，**p<0.01；分别采用双侧Student’s t检验（E）或单因素方差分析并进行Bonferroni多重比较（F）。（G）分子对接显示FAM83A与RAF1之间的相互作用位点。（H–I）在FAM83A过表达的HEK293T细胞中，通过IP实验评估FAM83A与RAF1之间的物理相互作用。数据代表至少三次独立实验。（J–L）在AML12细胞中，通过IP实验检测FAM83A与RAF1/p-RAF1之间的内源性相互作用。数据代表至少三次独立实验。
3.6 抑制RAF1或ERK信号可减弱FAM83A对脂质代谢的影响
为进一步明确FAM83A通过与RAF1相互作用激活ERK信号并调控脂质代谢，本研究首先采用RAF1药理性抑制剂索拉非尼（20 μM）处理FAM83A过表达的AML12细胞。结果显示，FAM83A可激活RAF1/ERK信号轴，而索拉非尼处理可减弱这一作用（图8A）。与此同时，索拉非尼可抑制FAM83A诱导的胆固醇合成相关蛋白（LDLR、HMGCR）和脂肪酸合成相关蛋白（ACC1、FASN）表达升高（图8B）。
接下来，研究采用经典ERK信号通路抑制剂PD98059处理FAM83A过表达的AML12细胞。类似地，ERK抑制剂PD98059通过抑制磷酸化ERK，消除了FAM83A促进胆固醇和脂肪酸合成相关蛋白（FASN、ACC1、HMGCR、LDLR）表达的作用（图8C–D）。同时，索拉非尼或PD98059处理还可阻止FAM83A过表达AML12细胞中脂滴形成，提示FAM83A促进脂质合成依赖于RAF1/ERK信号轴（图8E）。这些结果表明，FAM83A与RAF1发生物理结合，随后激活ERK信号通路，最终导致脂质合成上调。
图8 RAF1和ERK抑制剂可逆转FAM83A促进脂质合成的作用。
（A–B）FAM83A过表达AML12细胞经RAF1抑制剂索拉非尼（20 μM）处理后，RAF1-ERK信号通路（左）及脂质合成相关基因表达（右）变化。（C–D）FAM83A过表达AML12细胞经ERK抑制剂PD98059（20 μM）处理后，RAF1-ERK信号通路（左）及脂质合成相关基因表达（右）变化。（E）Fam83A过表达AML12细胞经ERK抑制剂（20 μM PD98059）或RAF1抑制剂（20 μM索拉非尼）处理后检测脂滴形成（比例尺：50 μm）。数据代表至少三次独立实验。
【Citation】:Zhou Y, Dai Y, Qin M, Li Y, Shi L, Chen H, Fan H, Yu Y, Guo L, Xiong J. FAM83A acts as an amplifier for lipogenic signaling to facilitate the pathogenesis of metabolic dysfunction-associated steatohepatitis.Metabolism.2026;175:156462.
【贡献】★★★★★
本研究阐明了FAM83A在调控RAF1-ERK信号轴中的新作用，该信号轴在MAFLD/MASH及代谢性血脂异常的发病过程中具有关键意义。FAM83A通过结合RAF1并增强ERK激活，在MAFLD背景下驱动脂质堆积。这些发现不仅加深了对MAFLD/MASH分子机制的理解，也提示FAM83A可能是一个具有前景的治疗靶点。未来研究应重点开发针对FAM83A介导信号通路的特异性抑制剂，并评估其逆转MAFLD/MASH病理进程及改善不良循环脂质谱的潜力。
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